L’ovogénèse prépare le développement embryonnaire

Par Patrick Pla, Université Paris-Saclay

*Ovocytes en maturation dans les sacs ovariens d’une grenouille femelle disséquée. Notez l’oviducte très contourné visible à droite (celui de gauche est caché par les ovocytes). Photo : Patrick Pla sur une dissection faite par les étudiants de la Préparation à l’Agrégation SVTU de l’Université Paris-Saclay.

SOMMAIRE :
L’ovocyte et son environnement
Les réserves énergétiques
Les réserves moléculaires
Le contrôle de la progression de la méiose

Lors de la fécondation, le spermatozoïde n’apporte qu’un noyau, un centriole et quelques mitochondries (celles-ci sont ensuite impitoyablement détruites). Le cytoplasme du zygote est donc en immense majorité hérité de l’ovocyte. La quantité et la qualité des réserves énergétiques et des réserves moléculaires (ARN, protéines…) dans l’ovocyte a une influence considérable sur le développement embryonnaire, notamment sur la mise en place des axes de polarité.

L’ovocyte et son environnement

Chez la drosophile

Une femelle drosophile a deux ovaires composés d’environ 18 ovarioles, chacun pouvant être considéré comme une chaîne de production d’œufs.

*Ovaires de drosophile composés d’ovarioles (B). En A, on voit l’espace occupé par l’appareil génital dans l’abdomen de la drosophile femelle. Source : https://www.mdpi.com/2073-4409/10/6/1454/htm

Vidéo d’une dissection d’ovaires de drosophile (en anglais) :

Le germarium, qui contient des cellules souches somatiques et germinales, se trouve à l’extrémité antérieure de l’ovariole. Il y a 2 à 3 cellules souches germinales par ovariole. Les ovocytes et les cellules qui les entourent maturent au fur et à mesure qu’ils descendent l’ovariole, atteignant la partie postérieure avec des ovocytes compétents pour la fécondation. L’ovogenèse dure environ une semaine (Bastock et Saint Johnston, 2008).

**Ovariole de drosophile. Le germarium est le tissu le plus antérieur de l’ovaire de la drosophile où les ovocytes se développent à partir de cellules issues des cellules souches germinales. Les cellules folliculaires se développent quant à elles à partir de cellules souches folliculaires situées dans une région plus postérieure (région 2a). L’assemblage se fait d’avant en arrière (de gauche à droite). Les cellules de la coiffe et les cellules accompagnatrices constituent la niche des cellules souches germinales, fournissant un support physique et des signaux chimiques aux cellules souches germinales (orange). Les cellules de la coiffe produisent notamment Dpp (Decapentaplegic, l’orthologue des BMP) qui est crucial pour le maintien des cellules souches germinales. Les cellules souches germinales se divisent de manière asymétrique pour produire une cellule fille qui quitte la niche des cellules souches et se différencie en un cystoblaste. Le cystoblaste entre dans la zone de différenciation où il se divise quatre fois avec une cytokinèse incomplète pour former un cyste germinal composé de 16 cystocytes reliés par des ponts cytoplasmiques et un organite cytosquelettique appelé fusome (représenté par des structures ramifiées rouges dans les cystocytes). Tous ces événements ont lieu dans la région 1 de l’ovariole, la région plus antérieure. Dans la région 2a, l’ovocyte se développe davantage, et à la frontière entre les régions 2a et 2b, le cyste à 16 cellules passe à côté des cellules souches folliculaires, qui donnent naissance aux cellules accompagnatrices, aux cellules précurseurs du follicule et aux cellules polaires. Les cellules folliculaires encapsulent le cyste de la lignée germinale pour former follicule de stade 1 qui bourgeonne à l’extrémité postérieure du germarium dans la région 3. Un follicule de stade 1 se compose de 15 cellules nourricières interconnectées et d’un ovocyte, entourés par les cellules folliculaires. D’après https://www.mdpi.com/2073-4425/9/3/127

L’ovocyte est entouré par 15 cellules germinales appelées cellules nourricières (avec qui il garde contact par des ponts cytoplasmiques) et par des cellules folliculaires qui appartiennent à la lignée somatique et qui forment une couche épithéliale autour de l’ensemble des 16 cellules germinales. L’ovocyte s’attache à des cellules folliculaires par des interactions médiées par la E-cadhérine.

Vidéo sur le développement des ovocytes de la drosophile (en anglais)

Le développement des cellules germinales et des cellules folliculaires est interdépendant. L’ovocyte, qui est en position postérieure dans le germarium, induit via la voie Gurken/Torpedo (orthologue à EGFR des Vertébrés) les cellules folliculaires terminales adjacentes à adopter un destin postérieur plutôt qu’antérieur (González-Reyes et St. Johnston 1995 ; Roth et al. 1995). Ces cellules folliculaires postérieures signalent ensuite à l’ovocyte de polariser les microtubules le long d’un axe qui sera l’axe antéro-postérieur du futur embryon (pôle (-) du côté antérieur, pôle (+) du côté postérieur). Cette réorganisation nécessite l’activité de la PKA au pôle postérieur de l’ovocyte qui est activée par des signaux en provenance des cellules folliculaires postérieures (Lane et Kalderon, 1994). Toutes ces étapes très précoces sont donc déterminantes pour le développement du futur embryon.

*La PKA est nécessaire à l’orientation des microtubules dans l’ovocyte. La protéine kinésine fusionnée à la GFP est utilisée ici comme sonde pour connaître l’orientation du réseau de microtubules (elle se déplace vers le pôle + des microtubules). En (A), la kinésine-GFP s’accumule du côté postérieur de l’ovocyte, montrant que les pôles + des microtubules sont concentrés de ce côté. En (B), dans des ovocytes mutants dépourvus d’activité PKA, la kinésine-GFP est nettement plus diffuse. L’actine cortical de l’ovocyte et des cellules nourricières est colorée en rouge avec de la phalloïdine-rhodamine. Source : http://genesdev.cshlp.org/content/8/24/2986.full.pdf+html

Un peu plus tôt, les cellules germinales exprimaient Delta à leur surface. Les cellules folliculaires exprimaient Notch et avaient ainsi activé la voie de signalisation correspondante (Roth, 2001, Lopez-Schier et St Johnston, 2001). Si on empêche cette interaction Delta-Notch, les cellules folliculaires ne sont pas assez différenciées et ne répondent pas correctement au signal inducteur Gurken. Il s’ensuit que les cellules folliculaires postérieures ne sont pas bien induites et qu’elles ne peuvent pas envoyer en retour le bon signal pour polariser l’ovocyte. L’axe antéro-postérieur de l’embryon est par la suite très affecté.

**Les cellules folliculaires dépourvues d’activité Notch ne se différencient pas lors de l’ovogenèse chez la drosophile (A) La lignée transgénique utilisée présente l’expression d’un gène rapporteur (ici en blanc) dans toutes les cellules folliculaires immatures. On constate qu’au cours du développement (de gauche à droite), les cellules folliculaires deviennent matures et n’expriment plus le gène rapporteur, notamment au stade 10 de l’ovogenèse. (B) Expression de Fasciclin III (FasIII) (rouge), exprimé habituellement dans les cellules folliculaires non différenciées et du gène rapporteur d’immaturité (bleu) dans des cellules folliculaires de stade 10 contenant un clone de cellules mutantes perte-de-fonction Notch. Le clone de cellules est reconnaissable car il n’exprime plus la GFP (vert). (C) montre l’expression seule du gène rapporteur d’immaturité (blanc). On observe bien l’autonomie cellulaire de l’action de Notch car seules les cellules du clone n’exprimant plus Notch sont affectées. Source : https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pmc/articles/PMC312703/
Chez les Mammifères

A partir de la puberté, régulièrement, une cohorte de follicules primordiaux se réveille et se développe pour passer au stade de follicule primaire puis secondaire puis de De Graaf.

*Développement des follicules de Mammifères. Source : https://www.mdpi.com/2073-4409/10/9/2292/htm

Chez la femme, tout ce processus prend 190 jours avant d’arriver au cycle final où l’un des follicules de cette cohorte devient dominant et sera celui dont l’ovocyte sera ovulé (attention tout le processus dure bien plus longtemps que les 14 jours de la phase folliculaire comme on peut l’imaginer en regardant certains schémas trop simplifiés !). Les autres follicules entrent en atrésie et dégénèrent. Les premiers stades de cette maturation sont indépendants de la FSH produite par l’adénohypophyse mais à partir du stade follicule secondaire, les cellules de la granulosa expriment des récepteurs à la FSH et se mettent à produire des oestrogènes qui sont indispensables à la maturation des cellules folliculaires et de l’ovocyte.

*Ovocyte au sein d’un follicule de De Graaf chez le cobaye. On distingue clairement l’antrum rempli de liquide qui s’est contracté en séchant, l’ovocyte avec ses chromosomes de prophase de méiose I et les cellules de la corona radiata qui l’entourent. La zone pellucide est l’espace entre les deux cellules. Notez les fines protrusions qui relient ovocyte et cellules de la corona radiata. Ce sont des projections cytoplasmiques transzonales. Photo : Patrick Pla à partir de la collection d’histologie de la Préparation à l’Agrégation SVTU de l’Université Paris-Saclay

Durant l’ovogénèse des mammifères, l’ovocyte synthétise une matrice extracellulaire qui va notamment interagir avec les spermatozoïdes lors de la fécondation : la zone pellucide. Elle est composée de glycoprotéines nommées ZP1 à ZP4.

*Suivi de l’épaississement de la zone pellucide (ZP) au cours de l’ovogenèse de la souris. Les ovocytes de souris grandissent d’environ 12 µm (ovocyte immature) à 80 µm de diamètre (ovocyte complètement développé) en 2 à 3 semaines. La ZP finit par avoir un peu plus de 6 µm d’épaisseur. Source : https://www-sciencedirect-com.insb.bib.cnrs.fr/science/article/pii/S0070215318300036?via%3Dihub

Malgré l’épaississement de la zone pellucide, l’ovocyte garde contact avec les cellules environnantes de la corona radiata par des projections cytoplasmiques transzonales. Les cellules communiquent par des jonctions gap impliquant la connexine 37. Les ovocytes ne peuvent pas métaboliser le glucose et les cellules environnantes lui envoient du pyruvate et du lactate (Su et al., 2009). La présence de ces jonctions gap est diminuée au moment de l’ovulation et de la reprise de la méiose (qui était bloquée en prophase I). Cela permet de découpler les taux d’AMPc et de GMPc dans les deux types de cellules (baisse chez l’ovocyte, maintien chez les cellules environnantes), ce qui est nécessaire pour la reprise de la méiose (Okudaira et al., 2017, Thuratum et Sroyraya, 2017). Avant l’ovulation, l’ovocyte sécrète BMP-15 qui est nécessaire à la survie des cellules folliculaires (Hussein et al., 2015). Un nombre suffisant et une bonne santé des cellules de la corona radiata sont en retour nécessaire pour avoir des ovocytes qui ont de bons succès de fécondation.

Suivant le pic de LH qui provoque l’ovulation, les cellules de la corona radiata sécrètent de l’acide hyaluronique dans la matrice extracellulaire ce qui favorise l’ovulation (Zuo et Kimata, 2001).

La coopération existe donc bel et bien entre l’ovocyte et ses cellules somatiques environnantes chez les Mammifères tout comme chez la drosophile. Cependant, la mise en place des axes de l’embryon se fait bien plus tard et d’une autre manière chez les Mammifères.

Voir le chapitre « Développement des cellules germinales » pour plus d’informations.

Les réserves énergétiques

Au cours de l’ovogénèse, il y a accumulation de réserves énergétiques dans l’ovocyte sous forme de vitellus. Elles se présentent en agrégats appelées plaquettes vitellines. Ce sont des réserves protéiques et surtout lipidiques (à poids égal les lipides permettent de stocker plus d’énergie que les glucides). Elles ne sont pas synthétisées dans l’ovocyte mais, chez les Vertébrés, elles sont synthétisées dans le foie sous le contrôle des œstrogènes (hormones sexuelles femelles) dont la production dépend de l’axe hypothalamo-hypophysaire.

*Contrôle hormonal de la production de vitellogénine chez les Vertébrés.

Les réserves sont acheminées vers l’ovaire par voie sanguine, notamment sous la forme d’une grande phosphoglycolipoprotéine appellée vitellogénine (470 kDa). Celle-ci est reconnue par un récepteur de la famille des récepteurs aux VLDL (Very Low Density Lipoprotein) à la membrane plasmique des ovocytes et le tout est internalisé par endocytose. Les endosomes fusionnent ensuite avec les lysosomes où la vitellogénine est clivée en différents fragments : phosvitine et lipovitelline. Les plaquettes vitellines sont en fait dérivées des lysosomes et sont donc entourées par une membrane et contiennent la cathépsine D (une enzyme caractéristique des lysosomes).

Les composants majeurs du vitellus chez la poule sont :

  • Les lipovitellines (a et b) : des lipoprotéines
  • La phosvitine : une phosphoprotéine qui fixe le fer (réserve de fer)
  • Les LDL (Low Density Lipoprotein)
  • Les livetines dont certaines sont apparentées aux globulines sanguines

Les ovocytes sont classés selon la quantité de vitellus accumulée au cours de l’ovogénèse. Les ovocytes télolécithes (tels ceux des Sauropsidés ou des Téléostéens) ont des quantités très importantes de réserves qui s’accumulent progressivement dans l’ovocyte. Par exemple chez la poule, la croissance de l’ovocyte se déroule en 3 phases : 1) une phase dite « précoce » qui peut durer jusqu’à plusieurs années, 2) une phase de croissance lente de quelques mois, où s’accumulent des couches de vitellus dites « blanches », qui contiennent plus de protéines, et des couches dites « jaunes », comprenant plus de lipides, et enfin 3) une phase de croissance rapide, où sont transférées de grandes quantités de vitellus « jaune », 6 à 11 jours avant l’ovulation.

Les ovocytes télolécithes ont tellement de réserves que le vitellus empêche les divisions cellulaires. Ainsi, après la fécondation, seule une partie du volume de l’ovocyte se cellularise, le vitellus restant en dehors de l’embryon. L’embryon récupère les nutriments grâce à une annexe embryonnaire : la vésicule vitelline. Elle est formée d’endoderme qui sécrète des enzymes qui digèrent le vitellus et de mésoderme qui forme des vaisseaux sanguins capables de ramener les nutriments vers l’embryon.

Les ovocytes hétérolécithes (tels ceux des Amphibiens) ont suffisamment de réserves pour assurer tout le développement de l’embryon mais pas assez pour gêner les divisions cellulaires après la fécondation. Le vitellus se retrouve dans les cellules qui l’utilisent directement. Il n’y a pas besoin d’annexes embryonnaires. L’autre caractéristique d’un ovocyte hétérolécithe est la répartition inégale des réserves en vitellus. Dans l’ovocyte des amphibiens, le vitellus s’accumule autour du pôle végétatif. 75% du vitellus se retrouve ainsi dans l’hémisphère végétatif. Une pigmentation superficielle du cytoplasme (granules de mélanine) se répartit autour du pôle animal, dans ce qui forme l’hémisphère animal. On a donc un premier axe pôle animal-pôle végétatif.

**Cellules de la lignée germinale dans un ovaire de xénope. Différents stades de développement coexistent, notamment les stades notés de I à VI d’accumulation de vitellus (à partir surtout du stade III) et de réserves moléculaires (ARNm dès le stade I, ARNr aux stades III à IV). Notez la pigmentation dans l’hémisphère animal qui se met en place progressivement. D’après https://www.mdpi.com/2073-4409/9/5/1150

Chez les amphibiens, deux phases d’accumulation de vitellus se succèdent :

  1. la phase de petit accroissement ou prévitellogénèse qui dure de 2 à 3 ans
  2. la phase de vitellogénèse proprement dite qui dure 3 mois et voit l’essentiel de l’accroissement du volume de l’ovocyte
*Prévitellogénèse et vitellogénèse chez la grenouille. Une grenouille met 3 ans après sa métamorphose pour devenir sexuellement mature et avoir des ovocytes prêts à être fécondés. Ensuite, elle peut se reproduire tous les ans car chaque année une nouvelle cohorte d’ovocytes entame la pré-vitellogénèse et la vitellogénèse. D’après Patten et Carlson, Foundations of Embryology (1958), McGrawHill

Les ovocytes alécithes tels que ceux des Mammifères (sauf les Monotrèmes tel l’ornithorynque) n’ont pas de réserves. Le gène codant la vitellogénine n’est présent chez les Métathériens (Marsupiaux) et les Euthériens qu’à l’état vestigial de pseudogène. Avant son implantation dans la paroi de l’utérus, l’embryon vit libre dans la lumière des voies génitales femelles. Il est nourri par les sécrétions des glandes utérines qui se sont développées sous le contrôle de la progestérone produite au cours de la phase lutéinique du cycle ovarien (par le corps jaune).


Au cours de la vitellogenèse des insectes, le précurseur des protéines du vitellus, la vitellogénine (Vg), est principalement synthétisé dans le corps adipeux et sécrété dans l’hémolymphe. À l’aide de la circulation de l’hémolymphe, Vg est transporté vers l’épithélium folliculaire qu’il traverse à travers des espaces intercellulaires et atteint la membrane ovocytaire, où a lieu une endocytose médiée par le récepteur Vg (VgR, classés dans la famille des récepteurs des lipoprotéines de basse densité (LDLR)) (Wu et al., 2021). En plus de transporter Vg pour l’absorption des ovocytes, signalons que VgR s’avère servir de cheval de Troie pour la transmission verticale des microbes pathogènes et des symbiotes Wolbachia. Lors de l’internalisation de Vg médiée par VgR, le complexe Vg/VgR sur la membrane de l’ovocyte se regroupe dans des fosses recouvertes de clathrine et s’invagine dans le cytoplasme. Le complexe se pince ensuite pour former des vésicules intracellulaires. Vg et VgR sont dissociés par acidification dépendante de l’ATP après avoir été transportés dans l’endosome. Par la suite, VgR retourne à la membrane de l’ovocyte, tandis que Vg est cristallisé et stocké sous forme de plaquette vitelline.

L’hormone juvénile (JH), une hormone sesquiterpénoïde produite dans les corps allates (ou corpora allata), stimule la vitellogenèse et le développement des ovocytes chez diverses espèces d’insectes. L’action moléculaire de JH repose sur son complexe de récepteurs intracellulaires comprenant deux facteurs de transcription bHLH-PAS, Methoprene-tolerant (Met) et Taiman (Tai).

Signalons que chez C. elegans, la vitellogénine est synthétisée dans les cellules intestinales et sécrétée dans la cavité générale (Kimble et Sharrock, 1983).

Les réserves moléculaires

La transcription est inhibée au cours des premières divisions du développement embryonnaire. Ainsi, le succès du développement précoce dépend de réserves moléculaires dans l’ovocyte. Elles comprennent des ARN (ARNm mais aussi ARNt et ARNr) et des protéines. Par exemple, dans un ovocyte de Xénope, il y a l’équivalent en histones pour 10.000 noyaux de cellules ordinaires. On peut inclure dans cette catégorie les mitochondries qui se divisent abondamment au cours de l’ovogénèse (il y a dans l’ovocyte d’une grenouille un nombre de mitochondries habituellement trouvé au total dans 100.000 cellules larvaires).

Chez les amphibiens, les gènes qui codent les précurseurs des ARN ribosomiques sont présents en 500 copies dans l’organisateur nucléolaire. Au stade pachytène de la méïose I, ces gènes sont activement répliqués (alors que l’on n’est pas dans la phase S du cycle où la réplication a habituellement lieu !) et environ 2000 copies sont produites. Elles forment des ADN circulaires extrachromosomiques ce qui va génère des milliers de nucléoles qui se répartissent à la périphérie du noyau. Celui-ci se dilate au stade diplotène et prend le nom de vésicule germinative. Cette amplification sélective permet de produire de très grande quantité d’ARNr qui sont incorporés dans les ribosomes et permettent d’assurer la traduction durant tout le développement précoce de l’amphibien. Les ribosomes se concentrent autour du noyau créant un gradient ribonucléoprotéique qui est opposé au gradient vitellin.

L’activité transcriptionnelle est intense au cours de la vitellogénèse. Or l’ovocyte est bloqué en prophase I de méiose et donc les chromosomes sont déjà condensés. Les zones activement transcrites (marquées par de l’uracile tritiée par exemple) sont cependant décondensées formant des boucles : les chromosomes ainsi structurés sont appelés chromosomes en écouvillon. Ils ont été observés pour la première fois par Flemming en 1882 mais il a fallu attendre plusieurs décennies avant de comprendre leur fonction.

*Schéma d’une paire de chromosomes homologues en écouvillon. Divers types de structures chromatiniennes sont indiqués. Source : https://www.mdpi.com/2311-553X/6/1/1/pdf

Les ARNm n’existent pas seuls dans le cytoplasme ; ils se lient à un certain nombre de protéines pour former des complexes ribonucléoprotéiques. Les protéines de liaison à l’ARN (RBP) et les moteurs moléculaires assurent le transport des ARNm le long du réseau de microtubules de l’ovocyte, ce qui entraîne une distribution asymétrique des ARN. En effet, les microtubules sont des structures polarisées et orientées de manière non aléatoire dans l’ovocyte (voir un exemple précis plus loin). Les RBP sont aussi capables de réguler la stabilité et la traduction des ARNm, ce qui a une importance considérable au début du développement embryonnaire où la transcription est inhibée.

De manière importante, la localisation des molécules d’ARNm et des protéines dans le cytoplasme de l’ovocyte a un rôle fondamental pour l’acquisition des axes de polarité de l’embryon. Par exemple, chez la drosophile, l’axe antéro-postérieur est déterminé par la localisation dépendante des microtubules des ARNm bicoid (bcd) et oskar (osk) respectivement aux pôles antérieur et postérieur de l’ovocyte. L’ARNm bcd n’est pas traduit pendant l’ovogenèse et n’est traduit que lorsque l’œuf fécondé, fournissant une source locale de protéine Bcd, qui diffuse pour former un gradient de morphogène qui modèle la moitié antérieure de l’embryon. En revanche, l’ARNm osk est traduit lorsqu’il atteint la partie postérieure de l’ovocyte pour produire des isoformes longues et courtes de la protéine Oskar. La forme longue d’Oskar ancre son propre ARNm, tandis que la forme courte d’Oskar agrège les granules polaires, conduisant au recrutement postérieur des déterminants de la lignée germinale et du déterminant abdominal, l’ARNm nanos.

*Localisation des ARNm de bicoid et d’oskar dans l’ovocyte de la drosophile. L’ovocyte est entouré par les cellules folliculaires formant un épithélium et les cellules nourricières. Les ARNm sont détectés par hybridation in situ avec des sondes spécifiques. La tête de la flèche noire indique le noyau de l’ovocyte. Source : Roth et al., 1995.

Initialement, les ARNm bcd et osk sont transcrits dans les cellules nourricières associées à l’ovocyte et sont ensuite transportés par la dynéine le long des microtubules à travers des ponts cytoplasmiques vers l’ovocyte.

Vidéo montrant que le transport de l’ARNm de bicoid est inhibé par la colcémide, une molécule qui dépolymérise les microtubules.

La localisation de l’ARNm osk à la partie postérieure de l’ovocyte nécessite la protéine motrice se déplaçant vers l’extrémité positive des microtubules, la Kinésine-1, les microtubules de l’ovocyte étant en majorité orientés le pôle positif vers la future région postérieure de l’embryon.

**La localisation de l’ARNm d’oskar dépend d’un domaine de liaison particulier de la chaîne lourde de la kinésine (Khc) (A) Schéma des constructions transgéniques Khc-FL (longueur complète) et Khc délété pour un domaine de liaison particulier appelé « cargo alternatif », KhcΔ855-911. Ces constructions sont résistantes au ARNi Khc utilisées dans cette étude pour inhiber l’expression de la protéine endogène pour que seulement les formes transgéniques de Khc s’expriment (cette résistance est nécessaire sinon l’ARNi inhiberait non seulement l’expression de Khc endogène mais aussi transgénique). Les étoiles roses indiquent des mutations ponctuelles silencieuses dans la région ciblée par khc-ARNi. (B) La suppression du domaine de Khc conduit à une mauvaise localisation de l’ARNm d’oskar. (Panneaux supérieurs du milieu et de droite) Les variantes Khc-FL et KhcΔ855-911 marquées avec mKate2 (une protéine fluorescente qui sert de rapporteur) ont été exprimées dans des ovocytes traitées avec ARNi Khc. Les variantes de Khc et ARNi Khc ont été exprimées dans la lignée germinale, qui comprend les cellules nourricières et l’ovocyte (voir schéma en haut à gauche). (Panneaux du bas) L’ARNm d’oskar a été visualisé par une technique d’hybridation in situ à molécule unique (sm)FISH. Barre d’échelle, 25 µm. (C) Taux d’éclosion des œufs de mouches exprimant les transgènes Khc-FL ou KhcΔ855–911 dans un arrière-plan Khc-ARNi. On voit bien que la mutation est léthale. Attention, on ne peut pas déduire de cette expérience que c’est le domaine Khc855-911 qui interagit directement avec l’ARNm d’oskar. Source : http://genesdev.cshlp.org.insb.bib.cnrs.fr/content/35/13-14/976.long

La localisation de l’ARNm bcd dépend en revanche de la protéine motrice se déplaçant vers le pôle opposé, l’extrémité négative des microtubules, la dynéine. La protéine Staufen reconnait un motif particulier dans le 3’UTR de l’ARNm de bicoid et fait la liaison de cet ARNm avec la dynéine (Ferrandon et al., 1994).

Chez les amphibiens, certains ARNm sont également concentrés dans des régions bien précises de l’ovocyte. Cela peut se faire en plusieurs phases : par exemple, les ARNm de Xwnt11 et Vg1 sont d’abord répartis dans tout le cytoplasme puis ils sont transportés vers le pôle végétatif le long des microtubules. Les séquences 3’UTR de Vg1 sont nécessaires et suffisantes pour expliquer la localisation de cet ARNm puisque si on enlève ce 3’UTR les ARNm Vg1 restent répartis uniformément dans le cytoplasme et si on ajoute ce 3’UTR sur un ARNm contrôle comme celui de la β-globine, cet ARNm se retrouve concentré autour du pôle végétatif alors que ce n’est pas du tout sa position habituelle. La protéine qui interagit avec le 3’UTR de l’ARNm de Vg1 et l’arrime à un complexe avec la dynéine et les microtubules s’appelle Vera (Deshler et al., 1997). Elle fait partie d’un complexe dans lequel on trouve un orthologue de Staufen (une protéine impliquée dans la localisation des ARNm dans l’ovocyte de drosophile) (Yoon et Mowry, 2004).

*Staufen est nécessaire pour la localisation spécifique de l’ARNm de Vg1 au cours de l’ovogenèse du xénope. La région 3’UTR de l’ARNm de Vg1 marqué avec un fluorophore rouge est suivi dans un ovocyte de stade III-IV de xénope après sa co-injection à un stade précédent avec un ARNm contrôle (WT) ou un ARNm codant une forme dominant-négative (DN) de Staufen (inhibe Staufen endogène). Source : https://journals.biologists.com/dev/article/131/13/3035/42104/Xenopus-Staufen-is-a-component-of-a

Une fois arrivé à destination près du pôle végétatif, l’ARNm est accroché aux microfilaments d’actine et se retrouve dans un complexe avec un ARN non traduit (Xlsirt) qui stabilise sa localisation (Kloc et Etkin, 1994).

Le transport de l’ARNm de Xwnt11 ou de l’ARNm de Xcat-2 qui est un composant du plasme germinal (qui va donner les cellules germinales) vers le pôle végétatif emprunte un autre mécanisme et est couplé au mouvement des mitochondries (Zhou et King, 1996). Cette voie de localisation est parfois appelée voie METRO. La localisation de Xcat-2 avec les mitochondries (dans ce qui est désigné par le « nuage mitochondrial ») dépend d’une séquence de 250 nucléotides dans le 3’UTR de cet ARNm.

L’organisme maternel accumule aussi dans les ovocytes des éléments pour protéger les futurs embryons. Par exemple, chez la drosophile, des piARN sont déposés avec pour fonction de protéger le génome des embryons contre le déplacement des transposons. Ces déplacements peuvent menacer l’intégrité du génome ce qui serait fâcheux lors du développement précoce, particulièrement si cela touche la lignée germinale (Luo et al., 2020). Le principal mécanisme de défense contre les transposons est la voie des ARN interagissant avec Piwi (piARN). Les piARN sont longs de 23 à 30 nucléotides et complémentaires des ARN dérivés des transposons. Ils dirigent les protéines Piwi associées vers les transposons actifs. Chez la drosophile, la répression guidée par Piwi provoque le clivage de l’ARNm cytoplasmique par Aubergine (Aub), Argonaute-3 (Ago3) et Piwi et induit la répression co-transcriptionnelle par formation d’hétérochromatine. En plus des piARN, toutes les protéines composantes de cette voie sont déposées par la mère dans l’ovocyte. La déplétion de Piwi d’origine maternelle aboutit à une augmentation de l’activité des transposons dans l’embryon précoce (Fabry et al., 2021).

Le contrôle de la progression de la méiose

En tant que gamète, l’ovocyte prêt à être fécondé est une cellule haploïde qui a subi la méiose quoique de manière incomplète et intermittente. En effet, les ovocytes dans l’ovaire sont bloqués en prophase I de méiose et ce sont les hormones qui déclenchent l’ovulation qui débloquent la méiose grâce à l’activation d’un complexe jusqu’à un nouvel arrêt en métaphase II. C’est la fécondation qui permet de surmonter ce nouveau blocage et de terminer la méiose.

Des expériences ont permis de mettre en évidence deux activités dans les cellules : l’activité MPF (Maturation Promoting Factor) et l’activité CSF (CytoStatic Factor).

*Caractérisation de l’activité MPF et CSF. On prélève le cytoplasme d’un ovocyte qui vient d’être ovulé et on l’injecte dans un ovocyte immature dans l’ovaire (noyau en bleu). On déclenche alors la méiose. C’est la caractérisation de l’activité MPF (ou Maturation Promoting Factor). Si on injecte ce cytoplasme dans une cellule d’un embryon au stade 2 cellules, cette cellule est bloquée en métaphase de mitose. C’est la caractérisation de l’activité CSF (ou CytoStatique Factor). Notez que les activités MPF et CSF peuvent agir tant sur la méiose que la mitose. Source : https://journals.biologists.com/jcs/article/119/7/1213/29509/Cytostatic-factor-an-activity-that-puts-the-cell

Les molécules associées ont été identifiées : l’activité MPF est celle du complexe cycline B-Cdk1 tandis que l’activité CSF est celle de la kinase Mos ainsi que de Cdk2. Ces kinases inhibent le complexe APC/C qui est indispensable pour que les cellules quittent la métaphase (voir le chapitre sur le contrôle du cycle cellulaire).

> L’ovogénèse se poursuit par la fécondation.

LA CARTE MENTALE

LES MOTS CROISES POUR REVISER :

QUELQUES EQUIPES FRANCOPHONES QUI TRAVAILLENT SUR LE SUJET :

Equipe « Evolution et développement des cellules germinales » – Collège de France, Paris