SOMMAIRE :
Introduction
Présentation générale des étapes
La première division asymétrique et ses conséquences
L’embryon au stade coeur
Mise en place du MAC et des cotylédons
Mise en place du méristème apical racinaire et quelques aspects du développement de l’appareil racinaire
Le développement des plastes
La vie de la graine

Introduction

Le développement embryonnaire d’Arabidopsis, a lieu dans la graine qui assure la dispersion de l’espèce et la survie et la protection de l’embryon.

La double fécondation (caractéristique des Angiospermes) aboutit à deux zygotes : le premier (diploïde, issu de la fusion d’un gamète mâle et de l’oosphère) donne l’embryon et le deuxième (triploïde, issu de la fusion d’un gamète mâle et de deux noyaux secondaires du gamétophyte femelle (= sac embryonnaire)) forme un tissu de réserve : l’albumen. Les réserves protéiques, lipidiques et glucidiques y sont produites et stockées lors de la phase de maturation de la graine qui suit les principales étapes du développement embryonnaire. La teneur en eau de la graine diminue ensuite fortement. Cette dessiccation est un des facteurs de l’entrée en dormance de la graine et permet sa conservation jusqu’à sa germination.

D’un point de vue évolutif, le développement d’un embryon diploïde correspond au développement d’un sporophyte diploïde ce qui est une innovation des plantes terrestres ou Embryophytes. La présence de la graine est une innovation des Spermatophytes (qui comprend les Gymnospermes et les Angiospermes).

Le développement embryonnaire d’Arabidopsis thaliana peut aussi s’observer par embryogenèse somatique, à partir de cellules non issues directement de la fécondation et qui se dédifférencient. Bien qu’il existe des différences entre l’embryogenèse somatique et l’embryogenèse « classique », on observe les mêmes stades et de grandes similarités de mécanismes (Joshi et al., 2022).

Quelque soit les modalités d’observation de l’embryogenèse, l’orientation des divisions cellulaires a une importance cruciale car, du fait de la présence de la paroi, les cellules d’un organisme végétal ne peuvent pas se déplacer. Elle est aussi importante tout comme la croissance cellulaire pour la mise en place des deux axes principaux : apico-basal et l’axe radiaire.

Présentation générale des étapes

La première division asymétrique et ses conséquences

Le zygote s’allonge jusqu’à atteindre trois fois sa longueur initiale puis réalise une division asymétrique qui donne naissance à une petite cellule apicale et à une grande cellule basale. Ensuite, la cellule apicale donne naissance au proembryon et la cellule basale donne naissance essentiellement à une structure extraembryonnaire : le suspenseur qui relie l’embryon en développement au tissu maternel et qui facilite l’apport de nutriments à l’embryon. Le suspenseur finit par être formé de 7 cellules chez Arabidopsis (mais il peut être composé de jusqu’à 200 cellules chez certaines Fabacées). Une fois leurs tâches accomplies, les cellules du suspenseur meurent par apoptose lors de la phase de maturation de la graine. La cellule basale donne néanmoins aussi naissance à quelques cellules de l’embryon : l’hypophyse.

Cette croissance du zygote et cette première division asymétrique est sous le contrôle de la MAPKK (MAP kinase kinase) YODA. Un gain-de-fonction de YODA aboutit à une élongation excessive du zygote et à un suspenseur qui est trop grand (Lukowitz et al., 2004). L’activité de YODA est contrôlée par le récepteur kinase ERECTA d’origine maternelle et par la protéine SSP (SHORT SUSPENSPOR) d’origine paternel (Wang et al., 2021).

La première division asymétrique du zygote jette les bases de la structuration apico-basale de l’embryon. Les facteurs de transcription de la famille WUSCHEL-RELATED HOMEOBOX (WOX) jouent un rôle clé lors de cette étape. WOX8/STIMPY est exprimé dans le zygote, où un autre facteur de transcription, WRKY2, régule son expression. Cette interaction WRKY2-WOX8 est nécessaire pour la distribution polaire des organites cellulaires dans le zygote, créant la polarité zygotique nécessaire pour rendre la première division asymétrique (Ueda et al. 2011). WOX2, co-exprimé avec WOX8 dans le zygote, s’exprime dans la cellule apicale après la division zygotique asymétrique. Au cours de la suite de l’embryogenèse, WOX2 est nécessaire pour mettre en place la région la plus apicale et notamment le développement du méristème apical caulinaire (MAC). En revanche, WOX8 est exprimé dans la cellule basale avec son homologue le plus proche WOX9/STIMPY-LIKE après la division zygotique, régulant la lignée cellulaire basale. Ils régulent également l’embryon proprement dit en activant l’expression de WOX2 dans la région apicale (Breuninger et al. 2008).

Signalons que l’expression de WOX8 dans la cellule basale puis dans le suspenseur est maintenue par des peptides provenant de l’albumen comme ESF1 (pour EMBRYO SURROUNDING FACTOR1), ce qui montre que les tissus extra-embryonnaires ont une influence sur le développement de l’embryon (Costa et al., 2014).

La cellule apicale subit trois mitoses et forme une structure sphérique appelée embryon octant. Le développement de la moitié supérieure de cet embryon produit la partie aérienne de la plantule tandis que la partie inférieure se différencie en hypocotyle et radicule.

L’auxine est produite par l’embryon dans sa région apicale mais provient également du tégument de l’ovule (donc d’origine maternelle) et est transportée via le suspenseur vers l’embryon (Robert et al., 2018). Avec l’auxine, ce n’est pas tant la zone de production qui est importante mais son transport et son accumulation. Ce sont deux paramètres dynamiques essentiels au cours du développement des plantes. L’auxine migre via des transporteurs spécifiques (transporteurs PIN) jusqu’à la partie supérieure du suspenseur appelé hypophyse, dans laquelle elle s’accumule lors du stade globulaire. Cette migration contribue à la formation de la polarité apico-basale qui est responsable de la mise en place du méristème apical caulinaire et racinaire. La mutation dans les transporteurs de l’auxine (Tanaka et al., 2006) conduit à la formation d’un embryon anormal.

L’inactivation du récepteur ABP1 (Auxin Binding Protein) provoque un arrêt du développement de l’embryon après le stade globulaire car les cellules ne peuvent pas s’allonger (Chen et al., 2001). La mutation perte-de-fonction de MONOPTEROS aboutit à la disparition d’une grande partie de la région basale. MONOPTEROS code le facteur de transcription ARF5 dont l’activité dépend de l’auxine (Hardtke et Berleth, 1998). Il se fixe sur des séquences spécifiques devant les gènes dont l’expression est activée par l’auxine, les AuxRE (pour Auxin Response Element). MONOPTEROS/ARF5 est aussi impliqué dans la formation des premiers vaisseaux (Weijers et al., 2006). L’auxine joue également un rôle dans le positionnement du plan de clivage lors des divisions cellulaires. Elle le fait en contrôlant l’expression de IQD6, une protéine associée aux microtubules et qui contrôle leur dynamique (Vaddepalli et al., 2021).

La signalisation activée par l’auxine interfère avec la signalisation activée par les cytokinines. Par exemple, dans la région basale qui va former le méristème racinaire, l’auxine active l’expression de ARR7 et de ARR15 qui sont des inhibiteurs de la voie de signalisation des cytokinines. L’absence de cette régulation aboutit à des défauts majeurs dans la région racinaire (Müller et Sheen, 2008).

L’embryon au stade coeur

Au stade coeur, on considère que la plupart des futurs tissus de la plante sont spécifiés. La symétrie bilatérale se matérialise par le développement des 2 cotylédons. Le méristème apical caulinaire est mis en place entre les 2 cotylédons. La partie médiane de l’embryon s’appelle l’hypocotyle et la partie basale donne naissance au méristème racinaire.

En parallèle, l’albumen se développe : il est tout d’abord syncitial
au début de l’embryogenèse puis cellularisé à partir du développement des cotylédons au stade coeur. Il est totalement cellularisé au stade torpille. Il régresse ensuite par apoptose et ses réserves sont progressivement absorbées par les cotylédons lors de leur croissance.

Au stade coeur, l’intense prolifération dans l’embryon qui avait lieu jusque là diminue, sauf dans les méristèmes. Les croissances cellulaires deviennent plus fréquentes. Les protéines ABSCISIC ACID INSENSITIVE 3 (ABI3), FUSCA 3 (FUS3) et LEAFY COTYLEDON 2 (LEC2), nommées collectivement AFL, ainsi que LEAFY COTYLEDON 1 (LEC1) sont impliquées dans cette transition. La transcription des gènes codant ces protéines est réprimée par les facteurs E2F qui sont impliqués dans la progression G1/S du cycle cellulaire (Leviczky et al., 2019).

C’est au stade coeur que le gène FACKEL commence à être exprimé dans des régions précises de l’embryon. Chez les mutants perte-de-fonction, l’élongation des cellules se fait mal ainsi que l’orientation des divisions aboutissant à un hypocotyle absent, ce qui amène les cotylédons à être attachés directement à la radicule.

Le gène FACKEL code une stérol-C14-réductase (Schrick et al., 2000).

Les futures cellules de l’épiderme sont alors déterminées : elles donneront plus tard soit des cellules épidermiques « classiques », soit des cellules de garde des stomates, soit des trichomes. Elles se divisent de manière péricline. Les cellules de l’épiderme sont déterminées avec notamment l’activation de l’expression d’ARABIDOPSIS THALIANA MERISTEM L1 LAYER (ATML1) (Iida et al., 2019).

L’expression ectopique d’ATML1 dans des cellules plus internes suffit à donner à ces cellules des caractères épidermiques montrant le rôle instructeur de ce gène pour le destin des cellules (Takada et al., 2013).

Comme mis en évidence avec des colorations avec le colorant lipophile Auramine O, l’embryon possède déjà une cuticule (composée de cutine et de diverses molécules hydrophobes) produite par les futures cellules épidermiques. Elle permet à l’embryon de ne pas adhérer aux tissus maternels de son environnement. ATML1 active l’expression des gènes impliqués dans la synthèse des éléments de la cuticule comme FIDDLEHEAD (FDH) et ECERIFERUM5 (CER5) (Takada et al., 2013).

Une partie des informations permettant la mise en place des axes et des structures de l’embryon passe par les plasmodesmes, des canaux traversant la paroi cellulaire et qui relient le cytoplasme de deux cellules adjacentes. Selon que des plasmodesmes sont plus ou moins présents entre des cellules, les passages d’informations seront plus ou moins abondants. Quatre sous-domaines ont été caractérisés dans lesques les échanges se font de manière privilégiée : la partie apicale de la tige, les cotylédons, l’hypocotyle et la racine (Kim et al., 2005).

Mise en place du MAC et des cotylédons

C’est au stade globulaire que la partie apicale de l’embryon se divise en 3 : la région qui va donner le MAC, la région qui va donner les cotylédons et la région entre les deux. Le développement initial de cette région apicale dépend du produit du gène Gurke. Les mutants perte-de-fonction de ce gène ont un défaut important des régions apicales, avec la présence de cotylédons rudimentaires pour les allèles les moins sévères.

Gurken correspond au gène ACC1 qui code une acétyl-coA carboxylase qui catalyse la synthèse de malonyl-coA à partir d’acétyl-coA et de bicarbonate (Baud et al., 2004). On ne comprend pas encore bien par quel relais cette voie métabolique aboutit à mettre en place toute la structure apicale de l’embryon.

Bien qu’il soit exprimé très tôt, WUSCHEL (WUS) n’est pas indispensable à la mise en place des cellules souches du méristème (il ne deviendra primordial que dans un deuxième temps, pour leur maintien). C’est le facteur de transcription WOX2 qui joue, en revanche, un rôle essentiel pour la première étape. Il permet d’obtenir le bon ratio cytokinine/auxine dans le méristème (en augmentant la concentration de cytokinines et en diminuant la concentration d’auxine) nécessaire à la mise en place du méristème (Zhang et al., 2017). Les relais de WOX2 dans sa fonction sont les facteurs de transcription homéodomaine-leucine zipper de classe III (HD-ZIP III).

Les facteurs de transcription homéodomaine-leucine zipper de classe III (HD-ZIP III) favorisent la mise en place du MAC en aval de WOX2 (Zhang et al., 2017). Leur activité est régulée négativement par les microARNs miR165 et miR166 en complexe avec la protéine AGO1 et qui clivent les ARNm HD-ZIP III (Byrne, 2006). AGO1 lie également miR168 pour cliver son propre ARNm, garantissant des niveaux d’expression corrects d’AGO1. La perturbation de cette régulation par rétroaction négative entraîne une augmentation des niveaux d’AGO1 qui provoque des défauts phénotypiques pléiotropes, notamment la disparition du MAC (Vaucheret et al., 2004). Au cours du développement, la protéine ZLL empêche l’action de miR165 et miR166 dans une large zone centrale de l’embryon, permettant au MAC de se mettre en place par l’action des facteurs HD-ZIPIII.

Les mutations de perte de fonction dans le gène SHOOTMERISTEMLESS (STM), qui code un facteur de transcription à homéodomaine de la classe KNOTTED entraînent également un défaut de maintien du MAC. Les cellules de l’apex des embryons mutants stm se différencient au lieu de rester à l’état de cellule souche (Endrizzi et al., 1996). De plus, les mutants stm présentent une fusion des pétioles des cotylédons. La répression de la différenciation par STM dans le MAC se produit principalement via la répression du gène ASYMMETRIC LEAVES1 (AS1) puisque la perte-de-fonction de AS1 dans un fond mutant stm sauve la formation de MAC (Byrne et al., 2000). L’ARNm de STM est exprimé dans l’ébauche du MAC à partir du stade embryonnaire globulaire, et l’expression post-embryonnaire se trouve dans tout le MAC, mais est exclue des ébauches d’organes naissants (Long et al., 1996).

Pour mettre en place la boucle de rétroaction WUSCHEL-CLAVATA qui est essentielle pour le maintien des cellules souches (voir le chapitre correspondant), les cellules souches doivent devenir compétentes à répondre au signal de WUSCHEL. Cette compétence est acquise grâce à l’action du microARN miR-394 qui bloque la production de LEAF CURLING RESPONSIVENESS (LCR) qui inhibe l’action de WUS dans les cellules souches (Knauer et al., 2013).

Par rapport aux feuilles ordinaires, les cotylédons présentent de grandes différences dans la morphologie et les patrons d’expression des gènes. Lorsque LEC2 (Leafy Cotyledon-2) est muté, les cotylédons subissent certains changements, notamment prennent une forme arrondie et développent des protubérances anormales à leur surface. Les cotylédons mutants produisent des trichomes caractéristiques des feuilles, indiquant que LEC2 est important pour le maintien des caractéristiques des cotylédons au début de l’embryogenèse (Meinke, 1992). Ce phénotype se retrouve également chez les mutants perte-de-fonction LEC1 (Lotan et al., 1998).

Les cotylédons de certaines Angiospermes (comme les haricots) peuvent accumuler de grandes quantités de réserve.

Mise en place du méristème apical racinaire et quelques aspects du développement de l’appareil racinaire

Les racines d’Arabidopsis se développent à partir du méristème apical racinaire où se trouvent des cellules souches. Chez Arabidopsis, entre 4 et 8 de ces cellules souches forment le centre quiescent. Elles se divisent très lentement et alimentent et maintiennent une population plus grande de précurseurs qui prolifèrent. Quand les précurseurs sont poussés trop loin de la région apicale, ils s’agrandissent puis se différencient. De l’intérieur vers l’extérieur, les tissus cellulaires racinaires suivants se développent : système vasculaire, péricycle, endoderme, cortex et épiderme et il faut ajouter la coiffe racinaire (divisée en columelle médiane columelle et coiffe racinaire latérale) à l’extrémité distale de la racine.

Les cellules de la coiffe racinaire sont déjà présentes chez l’embryon et possèdent même une cuticule. Elles ont déjà un rôle protecteur des cellules du méristème racinaire (Berhin et al., 2019) ainsi qu’un rôle dans le gravitropisme.

L’accumulation localisée d’auxine agit comme un signal de position pour la localisation des cellules souches racinaires. L’auxine est produite par le proembryon et elle est transportée de manière polarisée dans le tissu provasculaire vers la région basale de l’embryon. Cela entraîne la formation d’un maximum de réponse à l’auxine dans les cellules voisines du suspenseur, et la cellule du suspenseur la plus proche prend un destin hypophysaire (Weijers et al., 2006). Cette cellule hypophysaire active l’expression du gène NO TRANSMITTING TRACT (NTT) (Crawford et al., 2015) puis se divise et la cellule fille en forme de lentille de l’hypophyse donne ensuite naissance au centre quiescent (QC). Les gènes SHORT-ROOT (SHR), SCARECROW (SCR) et WOX5 jouent aussi un rôle crucial dans l’acquisition de l’identité QC. L’expression des gènes SHR et SCR est sous le contrôle des produits des gènes PLETHORA1 (PLT1) et PLETHORA2 (PLT2) (Aida et al., 2004). L’expression ectopique des gènes PLT dans l’embryon entraîne la présence ectopique de QC et des cellules souches racinaires associées. L’expression des gènes PLT est activée par de fortes concentrations d’auxine ce qui permet d’impliquer l’auxine une deuxième fois, plus directement, dans la formation des cellules QC.

La signalisation activée par l’auxine interfère avec la signalisation activée par les cytokinines. Par exemple, dans la région basale qui va former le méristème racinaire, l’auxine active l’expression de ARR7 et de ARR15 qui sont des inhibiteurs de la voie de signalisation des cytokinines. L’absence de cette régulation aboutit à des défauts majeurs dans la région racinaire (Müller et Sheen, 2008).

Les cytokinines qui agissent autour du méristème racinaire restreignent également à leur tour la signalisation auxine. Les cytokinines sont perçues par le récepteur AHK3 et le signal est transduit par régulateurs ARR1 et ARR12, ce qui active directement la transcription du répresseur IAA3/SHORT HYPOCOTYL 2 (SHY2), qui entraîne l’atténuation des réponses à l’auxine et diminue l’expression des transporteurs PIN (à la fois au niveau de la transcription de leurs gènes et par stimulation de leur endocytose et de leur dégradation), restreignant le transport de l’auxine (Dello Ioio et al., 2008; Ruzicka et al, 2009). Ainsi, la balance auxine/cytokinines régule la mise en place du méristème apical racinaire et régule le nombre de cellules souches avec l’auxine en faveur du méristème et les cytokinines en opposition.

L’acide abscissique renforce l’action des cytokinines car ses voies de signalisation aboutissent à augmenter l’activité du facteur de transcription ABI4 qui inhibe également l’expression de PIN1 (Shkolnik-Inbar et al., 2011).

L’activité des cytokinines, qui favorise la différenciation est atténuée grâce aux gibbérellines dont le niveau est élevé dans les jeunes méristèmes racinaires.
Les gibbérellines répriment l’expression de ARR1 ce s’accompagne d’une baisse de la transcription de IAA3/SHY2. En conséquence, la signalisation de l’auxine est libérée de la répression de IAA3/SHY2, avec l’augmentation l’expression des gènes PIN, et donc des niveaux d’auxine dans le méristème (Moubayidin et al., 2010)

Le contact entre les cellules QC et les autres cellules souches est essentielle à leur maintien. Cela est dû au fait que WOX5 produit par les cellules du QC doit pouvoir diffuser par plasmodesmes vers les autres cellules souches. Il y inhibe l’expression de CDF4 qui stimule la différenciation (Pi et al., 2015).

A l’arrière, certaines cellules sont spécifiées en cellules pro-vasculaires qui vont générer soit le phloème, soit le xylème. CLE45 est un peptide qui peut se lier au récepteur BAM3 et qui maintient les cellules du protophloème dans un état prolifératif. Ce n’est que lorsque ce signal est inhibé par le produit du gène OCTOPUS (OPS) que les cellules du protophloème peuvent se différencier en éléments vasculaires (Breda et al., 2019).

Contrôle de la taille de l’embryon et de la graine

Le contrôle de la taille des graines implique des interactions complexes entre l’embryon et l’albumen, le tégument d’origine maternelle et la plante mère. Chez le mutant perte-de-fonction megaintegumenta (mnt), la taille et le poids des graines sont considérablement augmentés, avec un albumen et un embryon plus gros.

Il existe une série de divisions cellulaires supplémentaires dans le tégument de l’ovule avant même la fécondation et dans les embryons mutants mnt (un effet maternel dans le premier cas et un effet zygotique pour le second). mnt a été identifié comme un allèle mutant du facteur de réponse à l’auxine ARF2, un membre d’une famille de facteurs de transcription qui interviennent dans l’expression des gènes en réponse à l’auxine (Schruff et al., 2006). L’auxine via ARF2 est donc un répresseur de la division cellulaire. Cet exemple illustre également l’importance de la croissance de l’ovule avant la fécondation pour déterminer la taille finale de la graine. Le fait que l’albumen soit lui aussi plus volumineux est un effet secondaire d’ajustement à un tégument plus grand (qui permet sans doute d’absorber plus de nutriments à partir de l’organisme maternel).

Le développement des plastes

Les proplastes sont toujours issus du gamétophyte femelle (hérédité cytoplasmique maternelle) chez Arabidopsis (chez certains Angiospermes il y a une origine mixte (passiflore par exemple) et chez les Gymnospermes, c’est une origine paternelle). Au cours du développement embryonnaire, les proplastes se différencient en chloroplastes à partir du stade globulaire, puis, après cette phase transitoire, ils se différencient en plastes de stockage, les eoplastes ou élaïoplastes (Allorent et al., 2013 ; Liebers et al., 2017). A la germination, ces plastes redeviennent des chloroplastes sauf à l’obscurité où ils deviennent des étioplastes dans le cadre d’une morphogenèse particulière appellée skotomorphogenèse (caractérisée par des cotylédons repliés, un crochet apical, des tiges allongées, des racines courtes et un manque de chlorophylle et d’anthocyanes). De nombreux gènes plastidiaux sont essentiels au développement précoce des plantes et les mutations entraînent souvent la létalité des embryons (Ajjawi et al., 2010 ; Bryant et al., 2011).

La vie de la graine

L’embryon se développe dans un contexte particulier : celui de la graine. L’embryon côtoie un tissu de réserve (l’albumen), le tout enveloppé dans des téguments protecteurs (issus du tégument de l’ovule). Le micropyle correspond à une cicatrice due au détachement de la graine à ce qui la retenait à l’ovaire (le funiculus).

Durant la première phase de son développement, la graine accumule des réserves (chez Arabidopsis, 35% du poids sec sont des réserves lipidiques, 30% des réserves protéiques et 2% des réserves glucidiques). Puis il y a déshydratation (avec une perte de plus de 90% de l’eau). Le métabolisme diminue drastiquement permettant une survie longue de l’embryon dans des conditions défavorables. Le tégument de la graine se durcit et devient une véritable enveloppe protectrice. La graine entre en dormance, une forme de vie ralentie qui n’est pas levée simplement par un retour temporaire de bonnes conditions de germination.

L’acide abscissique (ABA) s’accumule dans les embryons en maturation et régule de multiples aspects de la maturation des graines, notamment l’accumulation de réserves de stockage, la maturation des graines et la dormance des graines (Santos-Mendoza et al., 2008 ; Kanno et al., 2010). ABI3 fonctionne en partie en aval de la signalisation ABA dans la maturation des graines, et l’insensibilité à l’ABA chez les mutants perte de fonction abi3 se manifeste par une dormance réduite des graines et une intolérance à la dessiccation (Santos-Mendoza et al., 2008 ; Tian et al., 2020).

Une analyse QTL (quantitative trait locus) sur les variations de dormance entre différentes graines d’Arabidopsis a permis de dégager le rôle important du produit du gène DOG1 (pour DELAY OF GERMINATION 1) pour l’induction et le maintien de la dormance (Bentsink et al., 2006). La protéine DOG1 se lie à un hème et favorise l’activité d’ABI5 qui est contrôlé aussi par l’ABA et qui favorise la dormance et DOG1 inhibe aussi les protéines AHG1 et AHG3 qui stimulent la sortie de dormance (Carrillo-Barral et al., 2020).

L’hormone acide gibbérellique (GA) est considérée comme un antagoniste de l’ABA pour le contrôle de la germination des graines. En effet, si on inhibe la synthèse de GA dans les graines non dormantes, cela bloque la germination en favorisant l’accumulation de facteurs DELLA tels que RGL2, qui parmi les cinq facteurs DELLA d’Arabidopsis joue un rôle majeur dans la répression de la germination (Lee et al., 2002). Les graines mutantes dépourvues de facteurs DELLA sont complètement non dormantes, même lorsqu’elles sont placées à des températures fraîches (Kendall et al., 2011).

Le tégument de la graine joue également un rôle. En effet, la couche interne du tégument 1 accumule des proanthocyanidines un type de tanin flavonoïde, et les mutants transparents testa (tt), déficients en synthèse de proanthocyanidines, ont une faible dormance. Les tanins sont des antioxydants et leur absence dans le tégument favorise probablement la libération de la dormance en accélérant l’oxydation des graines ou en augmentant la perméabilité des graines à l’oxygène. En conséquence, les graines mutantes tt ont des graines avec une faible viabilité des graines en plus d’une faible dormance (Debeaujon et al., 2000).

Le réveil de la graine et la continuation du développement de la plantule s’appelle la germination. Elle est contrôlée par l’humidité, la température et la photopériode. La production de gibbérellines est nécessaire à la germination et cette production est induite par la lumière.

La première structure à émerger de la graine lors de la germination est la racine primaire.

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QUIZZ SUR LE DEVELOPPEMENT EMBRYONNAIRE D’ARABIDOPSIS

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• Adhérence cellule-cellule
• Arabidopsis thaliana
• Axe antéro-postérieur chez la drosophile
• Caenorhabditis elegans
• Concepts principaux
• Contrôle de la traduction
• Contrôle de la transcription
• Contrôle génétique
• Croissance et guidage axonal
• Des modèles animaux moins classiques
• Développement et évolution
• Et l’Humain ?
• Exercices sur l’ovogenèse, la spermatogenèse et la fécondation
• Exercices sur le contrôle de l’expression des gènes
• Exercices sur le développement des bourgeons de membre
• Exercices sur le développement des muscles striés squelettiques
• Exercices sur les cycles et les divisions cellulaires
• Exercices sur les étapes du développement, les inductions embryonnaires et la mise en place des axes de polarité
• Exercices sur les matrices extracellulaires, le cytosquelette et les adhérences cellule-cellule
• Exercices sur les voies de signalisation
• Glossaire
• Hématopoïèse et développement des cellules du système immunitaire
• Histoire de la biologie cellulaire et de la biologie du développement
• Introduction
• L’acide rétinoïque
• L’apoptose
• L’organogenèse
• L’ovogénèse prépare le développement embryonnaire
• La drosophile
• La famille TGFβ et ses voies de signalisation
• La fécondation
• La formation des somites
• La gastrulation
• La métamorphose chez les Hexapodes et les Amphibiens
• La neurogénèse chez les mammifères adultes
• La neurulation
• La poule
• La souris
• La voie de signalisation de l’auxine et ses rôles
• La voie de signalisation Hedgehog
• La voie de signalisation Hippo et ses composants YAP/TAZ
• La voie de signalisation Notch
• Le clivage
• Le cytosquelette
• Le destin des cellules et les réseaux de régulation génique
• Le développement des bourgeons de membre
• Le développement des muscles striés squelettiques
• Le développement des organes génitaux et des cellules germinales
• Le développement du cortex
• Le méristème apical caulinaire en phase végétative et lors de la formation d’une fleur
• Le poisson zèbre
• Le xénope
• Les cellules des crêtes neurales
• Les cellules et les gènes en action dans le développement
• Les cellules souches
• Les cellules tumorales
• Les cycles et les divisions cellulaires
• Les étapes du développement
• Les étapes du développement embryonnaire d’Arabidopsis thaliana et leur contrôle
• Les inductions embryonnaires et les gradients de morphogène
• Les matrices extracellulaires animales
• Les organismes modèles
• Les outils pour étudier l’expression et la fonction des gènes
• Les techniques et les outils pour la biologie cellulaire
• Les transitions épithélio-mésenchymateuses et les migrations cellulaires
• Les vésicules extracellulaires
• Les voies de signalisation
• Les voies de signalisation FGF
• Mise en place des axes chez les Vertébrés
• Structures et processus cellulaires
• Voies de signalisation WNT