Les cycles et les divisions cellulaires

Par Patrick Pla, Université Paris-Saclay

SOMMAIRE : Entrée et progression dans la phase S ; Réplication et phase G2 ; La mitose et son contrôle ; Les particularités de la méiose ; Les divisions asymétriques

*Deux anaphases de mitose vues dans un épithélium utérin de lapine en phase folliculaire. Photo : Patrick Pla, à partir de la collection histologique de la Préparation à l’Agrégation SVTU de l’Université Paris Saclay
*Cette vidéo montre un petit groupe de cellules, avec quelques divisions, dans le système nerveux central d’un embryon de Xenopus laevis en développement. Les cellules expriment l’histone-2B fusionnée à la protéine fluorescente verte (H2B-GFP) pour marquer les chromosomes et une protéine fluorescente rouge ciblée sur la membrane (memRFP).

Les êtres vivants ont la capacité de se reproduire. Les cellules qui constituent les unités de base du vivant ne font pas exception. Leur prolifération doit cependant être régulée au cours du développement puis au cours de l’homéostasie tissulaire des organismes pluricellulaires de telle manière à obtenir un ensemble harmonieux et fonctionnel. Des anomalies de ces contrôles peuvent aboutir à des tumeurs.

Le cycle cellulaire est un processus étroitement régulé composé de quatre phases : G1, S (phase de réplication), G2 et M (mitose). Aux premiers stades du cycle cellulaire, une présence continue de facteurs de croissance et de nutriments est requise jusqu’à ce que le point de restriction G1 soit atteint, après quoi les cellules sont engagées dans un programme de division cellulaire. Le point de contrôle G2/M sert à s’assurer que tout l’ADN a bien été répliqué et le point de contrôle métaphase/anaphase permet d’assurer une distribution précise du matériel génétique entre les deux cellules filles.

*Durées moyennes passées dans les différentes phases du cycle cellulaire par des cellules humaines proliférantes en culture. On remarque que la mitose est la phase la plus courte et qu’en son sein la métaphase et l’anaphase qui sont pourtant spectaculaires avec l’alignement puis le déplacement des chromosomes vers les deux pôles de la cellule sont très brefs.

Après la division, chaque cellule peut soit répéter le cycle, soit entrer dans un état de repos appelé G0 (quiescence).

*Cycle cellulaire et quiescence. D’après https://www.frontiersin.org/articles/10.3389/fcell.2018.00059/full

Les cellules entrent dans G0 juste avant la différenciation ou en réponse à l’absence de facteurs de croissance ou en réponse à un stress génotoxique. La quiescence implique un arrêt temporaire du cycle cellulaire. Une perte définitive de la capacité de prolifération s’appelle la sénescence, et concerne par exemple la plupart des cellules différenciées.

Quiescence ou prolifération ? : entrée et progression dans la phase G1

Le fait qu’une cellule entre dans G0 ou passe par G1 pour continuer le cycle est dicté par la régulation de plusieurs facteurs clés, notamment les cyclines et les kinases dépendantes des cyclines (CDK), les inhibiteurs de CDK et la protéine du rétinoblastome (Rb). Les complexes cycline-CDK entraînent la progression du cycle cellulaire par la phosphorylation des protéines impliquées dans chacune des phases du cycle cellulaire (Malumbres, 2014).

Les kinases dépendantes des cyclines (CDK) sont des sérine/thréonine kinases dont l’activité dépend d’une sous-unité régulatrice, une cycline. Sur la base de la séquence du domaine kinase, les CDK appartiennent au groupe de kinases CMGC (du nom des initiales de certains membres), avec les protéines kinases activées par les mitogènes (MAPK) et la glycogène synthase kinase-3 béta (Gsk3β).

Les complexes cycline D-CDK4/6 et cycline E-CDK2 favorisent la progression dans G1 (Aktas et al., 1997). Ainsi, des niveaux élevés de cycline D ou de cycline E et de CDK4/6 augmentent la prolifération en entraînant le passage à travers G1. A l’inverse, des stimuli qui diminuent l’abondance et l’activité de ces protéines induisent une quiescence (Aktas et al., 1997). CDK4/6 peut aussi agir sur la croissance cellulaire en activant mTORC1, une kinase qui stimule l’anabolisme (production de nouvelles molécules) et inhibe le catabolisme (destruction de molécules). Elle active mTORC1 en inhibant un de ses inhibiteurs, TSC2. CDK4/6 couple ainsi croissance et division cellulaire (Romero-Pozuelo et al., 2020).

**Actions conjointes de CDK4/6 (couplés avec une cycline) sur la prolifération et la croissance. Source : https://www.cell.com/cell-reports/pdfExtended/S2211-1247(20)30394-6

De nombreuses voies de signalisation peuvent faciliter la progression de la cellule en G1. Akt est une sérine/thréonine kinase activée par des voies de signalisation en provenance de nombreux récepteurs de facteurs de croissance (par exemple les FGF). Akt a de multiples effets pour aboutir à une stimulation de l’avancée dans le cycle : augmentation de la transcription de cycline D1 via l’inhibition de GSK3β et l’entrée dans le noyau de la β-caténine qui s’associe avec les facteurs de transcription LEF/TCF, augmentation de la traduction de l’ARNm de cycline D1 via la voie mTOR. Akt fait également sortir du noyau des inhibiteurs de la progression du cycle tels les inhibiteurs de CDK, p21 et p27.

*Modes d’action d’Akt pour la progression dans la phase G1 du cycle. Source : https://en.wikipedia.org/wiki/Akt/PKB_signaling_pathway#/media/gulation.png

p21 (CDKN1A), p27 (CDKN1B) et p57 (CDKN1C) sont des inhibiteurs de CDK qui favorisent la quiescence, et effectivement les cellules quiescentes présentent généralement des niveaux élevés de ces protéines (Aktas et al., 1997 ; Barr et al., 2017 ; Cheung et Rando, 2013 ; Fujimaki et al., 2019). Par exemple, p27 est fortement exprimé pendant la quiescence dans les fibroblastes en culture (Oki et al., 2014). Des diminutions de l’activité ou des niveaux d’inhibiteurs de CDK peuvent conduire à la sortie de la quiescence et à la réentrée dans le cycle cellulaire (Arora et al., 2017; Urban et al., 2021). Ainsi, en raison du rôle régulateur critique de ces facteurs du cycle cellulaire, les signaux d’induction de la quiescence agissent généralement pour diminuer l’activité cycline-CDK ou augmenter les niveaux d’inhibiteur de CDK.

L’équilibre entre la cycline D qui pousse à la prolifération et p27 qui oriente vers la quiescence dépend aussi de la densité cellulaire. Une cellule fille qui vient d’être générée par mitose a « gardé en mémoire » la densité cellulaire où se trouvait sa cellule mère et cela modifie l’activité de ces protéines. C’est une composante de ce que l’on appelle l’inhibition de contact. Une forte densité dans la cellule mère supprime l’activité ERK qui aboutit à un ratio p27/Cycline D augmenté dans la cellule fille (Fan et Meyer, 2021).

**La densité avant la mitose détermine le comportement des cellules filles après la mitose. D’après https://www.cell.com/cell-reports/pdf/S2211-1247(21)00853-6.pdf

La protéine dite « du rétinoblastome » Rb est une cible majeure de la phosphorylation par CDK4/6 et un acteur central dans la décision de prolifération-quiescence. Elle a été découverte et étudiée initialement dans le cadre des rétinoblastomes, des tumeurs de l’œil affectant principalement des enfants mais cette protéine joue un rôle dans toutes les cellules. Rb inhibe la prolifération en se liant à et en inactivant E2F1, un activateur transcriptionnel clé pour les gènes du cycle cellulaire et de la division cellulaire (Cheung et Rando, 2013 ; Yao et al., 2008). La phosphorylation de Rb par la cycline D-CDK4 empêche sa capacité à réprimer E2F, permettant l’entrée dans le cycle cellulaire (Yao et al., 2008). L’activité E2F est suffisante pour inciter les cellules quiescentes à entrer dans la phase S, tandis que la prévention de l’activation E2F inhibe la réentrée dans le cycle cellulaire. Ainsi, la voie Rb-E2F agit comme un interrupteur qui intègre des signaux de croissance gradués dans une décision binaire prolifération contre quiescence.

Rb peut également agir en maintenant la quiescence en dehors de la voie E2F. Dans les cellules quiescentes, le Rb hypophosphorylé s’associe au complexe promoteur d’anaphase lié à Cdh1 ou cyclosome (APC/CCdh1) pour cibler Skp2, un activateur de la dégradation de l’inhibiteur de CDK p27 (Binné et al., 2007). Cela permet au p27 de s’accumuler et de favoriser davantage la quiescence. L’activité APC/CCdh1 est nécessaire pour maintenir les hépatocytes dans un état quiescent, et sa perte entraîne une réentrée de ces cellules dans le cycle cellulaire et une insuffisance hépatique ultérieure (Wirth et al., 2004).

Rb a deux membres de la même famille qui lui sont étroitement liés, RBL1/p107 et RBL2/p130 (Sadasivam et DeCaprio, 2013). Comme Rb, p107 et p130 sont des suppresseurs de tumeurs qui empêchent l’expression des gènes dont les produits font avancer le cycle cellulaire. Elles réalisent cette action en se liant aux protéines de répression E2F4/5 (Claudio et al., 1994). De plus, p130 fonctionne dans le cadre du complexe DREAM (DP, RB-like, E2F4/5 et MuvB) (Litovchick et al., 2007). DREAM s’assemble pendant la quiescence et inhibe la progression du cycle cellulaire en inhibant la transcription de nombreux gènes du cycle cellulaire régulés habituellement par E2F, notamment les gènes codant les facteurs de transcription B-MYB et FoxM1 (Fischer et al., 2016). En conséquence, les perturbations de p130 ou du complexe DREAM permettent l’expression de ses gènes cibles du cycle cellulaire habituellement réprimés, déplaçant l’équilibre de la quiescence vers la prolifération (Forristal et al., 2014; Iness et al., 2019).

**Des cellules n’exprimant plus Rb, p107 et p130 passent massivement en phase S même en absence de facteurs de croissance. Des cultures de fibroblastes provenant de souris sauvages (wt) ou homozygotes pour des mutations perte-de-fonction p107-/-;p130-/- ou Rb-/- ou p107-/-;p130-/-;Rb-/- (=TKO pour triple knock-out) sont cultivées en présence de sérum qui contient des facteurs de croissance (A) ou en son absence (B). Les phases de leur cycle cellulaire sont observées en FACS après coloration de l’ADN à l’iodure de propidium. En A à gauche, le premier pic correspond aux cellules n’ayant pas répliqué leur ADN, le second pic à celles qui ont répliqué leur ADN mais ne se sont pas encore divisées (en phase G2 ou en mitose avant la cytodiérèse). Les cellules avec une fluorescence intermédiaire sont en phase S en train de répliquer leur ADN. Le pourcentage de cellules en phase S cellulaire est indiqué, avec des écarts types (+/-). On constate qu’en présence de facteurs de croissance une proportion nettement plus importante de cellules TKO sont en phase S que les autres cellules mais semblent bloquées à ce stade car on ne voit pas de pic correspondant aux cellules G2/M. En absence de facteurs de croissance, cette tendance est même amplifiée et on voit également que les autres mutants ont plus de réplication et de mitoses que les wt. Source : http://m.genesdev.cshlp.org/content/14/23/3037/F4.expansion.html

Revenons à la progression du cycle cellulaire. La phosphorylation de Rb par CDK4/6 entraine via E2F1 l’activation de la transcription de gènes codant les protéines indispensables à la transition G1/S et à la réplication qui suit. Parmi ces cibles, on trouve le gène codant une nouvelle cycline, la Cycline E. Elle s’associe avec la kinase CDK2 et ce nouveau complexe a aussi pour protéine cible la protéine Rb qu’il phosphoryle. On est donc en présence d’une boucle de rétro-activation positive permettant l’amplification de la phosphorylation de Rb et la libération de E2F. L’hyperphosphorylation de Rb (sur 14 sites) permet le passage du « point de restriction », moment à partir duquel les cellules peuvent poursuivre leur cycle cellulaire indépendamment de toute influence extérieure (facteurs de croissance, éléments de la matrice extracellulaire…).

Bilan :

*Contrôle de la progression dans la phase G1. Notez que E2F1 peut aussi activer la transcription du gène codant la cycline E.

Réplication de l’ADN et progression en phase G2

En fin de phase G1, le facteur E2F stimule la transcription de gènes permettant l’entrée et la progression dans la phase S (cycline A).

Une ubiquitine ligase nommée SCF provoque la dégradation des inhibiteurs de CDK de phase S, ce qui permet à ces CDK d’être actifs. Lorsque la cellule est entrée en réplication, SCF provoque aussi la dégradation des cyclines exprimées en phase G1.

La réplication commence au niveau de multiples séquences d’origines de réplication sur chaque chromosome reconnues par les complexes ORC. Une ADN hélicase sépare les deux brins d’ADN permettant à la machinerie de réplication de s’installer. A partir de cette origine, deux fourches de réplication progressent en s’écartant. Les complexes cycline-CDK de phase S stimulent l’arrivée de l’ADN hélicase et de la machinerie de réplication. En revanche, ils inhibent les complexes ORC une fois la réplication enclenchée, de telle manière à ce que l’ADN ne soit pas répliqué plusieurs fois.

La réplication du centrosome, le centre organisateur des microtubules, est une importante étape préliminaire pour la mitose, sachant le rôle important que les fuseaux de microtubules jouent durant la division cellulaire. Cette réplication est coordonnée avec la réplication de l’ADN par la CyclineE-CDK2 (Hanashiro et al., 2008). Le processus est semi-réplicatif (comme pour l’ADN) : un nouveau centrosome est formé d’un ancien centriole associé à un nouveau. Des mécanismes de contrôle permettent de s’assurer que le centrosome ne s’est répliqué qu’une seule fois par cycle cellulaire.

*Réplication du centrosome. Source : https://europepmc.org/article/med/20647763

Signalons que la production de nouveaux centrioles peut aussi avoir lieu en dehors du cadre de la division cellulaire, par exemple lors de la production de cils dans les cellules multiciliées en train de se différencier. De manière intéressante, cette production de nouveaux centrioles peut dépendre de protéines qui interviennent aussi au cours du cycle cellulaire (Jord et al., 2017).

La mitose et le contrôle de ses étapes

Pour réviser les phases de la mitose :

L’entrée en mitose à partir du stade G2 est contrôlé par CDK1 associée à la cycline B. Ce complexe est aussi appelé MPF (pour M-phase Promoting Factor). CDK1 est le seul membre de la famille véritablement indispensable à l’accomplissement du cycle cellulaire. Chez la souris, le knock-out de CDK1 est très rapidement léthal, ce qui n’est pas le cas des knock-out de CDK2, CDK4 ou CDK6 et CDK1 peut compenser l’absence de toutes les autres CDK (Santamaria et al., 2007).

Comme souvent avec les CDK, la quantité de CDK1 reste assez constante au cours du cycle cellulaire. C’est l’accumulation de cycline B au-delà d’un certain seuil en phase G2 qui fait basculer la cellule en mitose. La transcription du gène codant la cycline B nécessite l’activité de cycline A-CDK2, ce qui explique l’enchaînement de l’expression de ces cyclines et évite que la mitose ne commence trop tôt (Fung et al., 2007). La transcription du gène codant la cycline B est inhibée lorsque l’ADN est endommagé et que des réparations sont nécessaires. Ce type de blocage n’est plus possible dans la plupart des cellules cancéreuses.

Une forte activité cyclineB-CDK1 provoque une condensation des chromosomes, la dispersion de la membrane nucléaire via la phosphorylation des lamines, la séparation des centrosomes, la formation du fuseau mitotique et l’assemblage des kinétochores qui couplent les chromosomes aux microtubules (voir plus loin). Une fois que les chromosomes sont attachés aux microtubules du fuseau, la cycline B est dégradée en fin de métaphase et la cellule passe à la deuxième phase de la mitose vers l’anaphase. C’est le complexe ubiquitine ligase APC/C (avec son co-activateur Cdc20) qui cible la cycline B pour la dégradation. Si tous les chromosomes ne sont pas attachés au fuseau, APC/C n’est pas activé et la cellule conserve un haut niveau de cycline B. C’est ce que l’on appelle le point de contrôle métaphasique ou point de contrôle du fuseau. Il s’agit d’être sûr que tous les chromosomes sont arrimés au fuseau avant de les répartir dans les deux cellules-filles.

L’activité de CDK1 est aussi régulée par des phosphorylations. Cdc25 est une phosphatase qui enlève des phosphorylations qui inhibent CDK1 et qui avaient été ajoutées par la kinase Wee1. Les premiers complexes actifs CyclineB-CDK1 inhibent Wee1 créant une boucle de rétroaction positive.

**Les trois transitions du cycle mitotique impliquant Cycline B-Cdk1. Pendant la phase G2, la Cycline B s’accumule et se lie à Cdk1 qui est phosphorylée à T161 par CAK et à Y15 et T14 par Wee1/Myt1. Le complexe est donc inactif. À la transition G2 à M, Wee1/Myt1 sont désactivés tandis que Cdc25 est activé, favorisant les déphosphorylations Y15 et T14 et l’activation de Cdk1. Au cours de la phase M, CyclineB-Cdk1 phosphoryle de nombreux substrats mitotiques, notamment Wee1/Myt1 et Cdc25. A partir du milieu de la phase M, la cycline B est dégradée si la cellule passe le point de contrôle métaphase/anaphase. Source : https://celldiv.biomedcentral.com/articles/10.1186/s13008-020-00065-2

Plk1 (pour Polo-Like Kinase 1) est une sérine/thréonine kinase qui active Cdc25 ce qui favorise l’activation de CyclineB-Cdk1. L’expression de Plk1 est augmentée dans de nombreuses cellules cancéreuses et c’est une cible de choix pour des traitements.

**Activation de Polo-like kinase 1 (Plk1) qui est nécessaire à l’entrée en mitose. Polo-like kinase 1 (Plk1) est rapidement activée peu de temps avant la CyclinB1-Cdk1.
Plk1 s’associe avec la phosphatase Cdc25C1 et induit sa phosphorylation avant l’entrée en mitose. Les phosphorylations de Cdc25C1 dépendantes de Plk1 sont suffisantes pour promouvoir l’entrée mitotique, même lorsque l’activité de Plk1 est inhibée. L’activation de Plk1 pendant la phase G2 dépend des niveaux d’activité de CyclinA2-Cdk, montrant comment un facteur de promotion de la phase S, prépare aussi les cellules à s’engager dans la mitose. Source : https://www.cell.com/cell-reports/comments/S2211-1247(17)30673-3

La condensation des chromosomes est assurée par la condensine, un complexe de 5 protéines qui forment un anneau et plusieurs de ces complexes peuvent s’assembler pour former un super-anneau. La condensine est la cible de la CyclineB-CDK1 qui l’active par phosphorylation. Pendant l’interphase, une phosphorylation par la caséine kinase II assure que la condensine ne sera pas active et que les chromosomes de ne condenseront pas inopinément.

L’assemblage et la fonction du fuseau mitotique nécessitent que les microtubules subissent des périodes alternées de croissance et de rétrécissement, ainsi que l’action de moteurs moléculaires, qui peuvent réticuler et séparer les microtubules du fuseau. Un bon équilibre entre la dynamique des microtubules et le glissement des microtubules est essentiel dans tous les processus mitotiques pour obtenir une séparation fidèle des chromosomes (Cheerambathur et al., 2013; Yukawa et al., 2019).

Les microtubules s’attachent aux centromères des chromosomes par l’intermédiaire d’un complexe appelé kinétochore. Deux kinétochores sont présents à chaque centromère et chacun d’entre eux peut interagir avec une vingtaine de microtubules.

*Cellule humaine en métaphase. Immunofluorescence avec la tubuline visualisée en vert et une protéine du kinétochore en rouge. L’ADN des chromosomes est visualisé en bleu grâce au DAPI. On voit le fuseau de microtubules dont certains s’accrochent au kinétochore. D’autres microtubules sont orientés vers la périphérie et sont des microtubules astraux qui jouent un rôle dans l’orientation de la division cellulaire. Au centre du « rayonnement » des microtubules, on trouve un centrosome (avec 2 centrioles) à chaque côté. Source : https://en.wikipedia.org/wiki/File%3AKinetochore.jpg
Biology 06 00005 g001 550
***Structure des kinétochores dans des cellules de vertébrés. (A) Schéma montrant l’attachement des chromosomes aux microtubules du fuseau par l’intermédiaire des kinétochores ; (B) Les premiers travaux sur le kinétochore ont identifié des plaques interne et externe, séparées par une couche translucide. Les microtubules sont attachés sur la plaque externe du kinétochore. Les pointes de flèches indiquent la plaque interne (IP), la plaque externe (OP), la couche translucide (TL) et les microtubules du kinétochore (MT). (C) La couronne (Co) est une structure fibreuse qui est plus clairement visible sur les kinétochores avant la fixation des microtubules. Un kinétochore fait 250 nm de long et 80 nm de large ; (D,E) Avant la fixation des microtubules (D), les kinétochores des vertébrés adoptent une forme de croissant. ; (F) Gauche : à la métaphase, les distributions de deux protéines dans les kinétochores internes et externes (NDC80 et CENP-A respectivement) sont similaires ; droite : Après traitement avec un médicament dépolymérisant les microtubules (nocodazole), les protéines dans la couronne (non représenté) et dans le kinétochore externe subissent une expansion et forment la forme en croissant déjà représentée en D. (G) Une cellule PtK2 (cellule de rein de rat-kangourou) en prométaphase vue en microscopie électronique. Les pointes de flèches indiquent des fibrilles fines reliant l’extrémité des microtubules au kinétochore. Source : https://www.mdpi.com/2079-7737/6/1/5/htm

Les kinétochores sont des mécanosenseurs qui permettent de contrôler la stabilité de l’attachement des microtubules et la répartition des microtubules s’attachant à un même chromosome pour que lors de l’anaphase, les chromatides sœurs soient tirées vers des extrémités séparées de la cellule et non vers le même côté. Ils sont le point nodal du point de contrôle métaphasique ou point de contrôle de l’assemblage du fuseau.

**Structure d’un kinétochore. Source : https://www.frontiersin.org/articles/10.3389/fonc.2015.00225/full

La partie interne du kinétochore, en contact avec la chromatine, s’appelle le CCAN (pour Constitutive Centromere Associated Network) et est constituée d’un complexe de multiples protéines CENP. Parmi elles, CENP-A interagit directement avec la chromatine, notamment les histones H3 et H4. CENP-U est responsable du recrutement de PLK1 (pour Polo-Like Kinase-1), une sérine/thréonine kinase qui a de nombreux rôles lors de la mitose (et que nous avons déjà vu agir lors de la transition G2/M). Ici, elle phosphoryle et active APC/C qui est le principal acteur du point de contrôle métaphasique. Signalons que les kinétochores d’organismes modèles bien étudiés tels que C. elegans et la drosophile sont dépourvus de tout le répertoire de CENP, à l’exception de CENP-C, ce qui laisse à penser que des protéines alternatives doivent jouer un rôle similaire chez eux (et peut-être chez l’ensemble des Ecdysozaires) (Musacchio et Desai, 2017). Egalement, les végétaux doivent avoir des complexes centromériques et des kinétochores assez différents puisque les gènes orthologues de ceux exposés ici ne sont pas présents dans leur génome (Yamada et Goshima, 2017).

La partie externe du kinétochore est celle sur laquelle les microtubules s’attachent. Elle est formée de 3 complexes : Knl1, Mis12 et Ndc80. C’est ce dernier complexe qui interagit tout particulièrement avec les microtubules. La sérine/thréonine kinase Aurora B, un régulateur majeur de la fixation du kinétochore aux microtubules phosphoryle jusqu’à neuf sites dans la queue N-terminale de la protéine Ndc80. Ces phosphorylations neutralisent la charge positive intrinsèque du domaine N-terminal de Ndc80, diminuant considérablement l’affinité de liaison du complexe Ndc80 pour les microtubules. Aurora B peut ainsi éliminer tout mauvais attachement des microtubules au kinétochore. Les microtubules détachés grandissent à nouveau et ont une chance de mieux s’attacher. Aurora B phosphoryle aussi des composants du complexe interne des kinétochores comme CENP-C, ce qui rend le complexe plus solide (Kren et Musacchio, 2015).

*Le point de contrôle de l’assemblage du fuseau (dite SAC). La voie SAC prend naissance au niveau des kinétochores et converge, à travers plusieurs étapes, vers l’assemblage du complexe du point de contrôle mitotique ou métaphasique, qui agit comme l’effecteur de la voie. Ce complexe cible le complexe APC/C pré-lié à une seconde molécule de Cdc20 (qui peut agir à la fois comme co-activateur d’APC/C et comme sous-unité du complexe du point de contrôle). APC/Cdc20 favorise la poly-ubiquitylation (Ub) de la Cycline B et de la sécurine, favorisant la sortie de la mitose et la séparation des chromatides sœurs. Le complexe du point de contrôle métaphasique inhibe cette activité de l’APC/CCdc20 jusqu’à ce que tous les chromosomes aient atteint la bi-orientation. Source : https://www.frontiersin.org/articles/10.3389/fonc.2015.00225/full

Lorsque tous les chromosomes sont correctement attachés, APC/C provoque la dégradation de la Cycline B comme nous l’avons vu ce qui permet de passer à la terminaison de la mitose via l’anaphase et la télophase.

*Dégradation de la cycline B et blocage de la fonction kinase de CDK1 dans la dernière partie de la mitose. La première étape de la dégradation de la cycline B est sa polyubiquitination par APC/C ubiquitine ligase, alors que la cycline B est encore associée à CDK1. Ainsi, la polyubiquitination médiée par APC/C cible le protéasome non seulement la cycline B mais l’ensemble du complexe, qui est toujours actif lorsque la cycline B est à l’état polyubiquitiné. Le protéasome induit ou catalyse la dissociation de la cycline B de son partenaire CDK1 avant de dégrader la cycline B. CDK1 devient alors inactif (passage de la couleur verte à la couleur rouge). De plus, la thréonine 161 de CDK1 est déphosphorylée par PP2C ce qui est un verrou supplémentaire pour assurer son inactivité. Source : https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pmc/articles/PMC3132491/

Il provoque également la dégradation de la sécurine, qui jusque là empêchait la séparase de cliver les molécules de cohésine. La cohésine étant maintenant dégradée, les chromatides peuvent se séparer. Une autre protéine qui jusque là protégeait la cohésine de la dégradation, Shugoshine est également envoyée à la dégradation par l’action de APC/C (Rattani et al., 2015).

***La déplétion de Shogoshine 1 (Sgo1) provoque une séparation précoce des chromatides sœurs et un arrêt mitotique
Des cellules HeLa synchronisées ont été transfectées avec le siARN Sgo1 ou un siARN contrôle, récoltées à intervalles de 2 heures après la libération et examinées par étalement des chromosomes et coloration au Giemsa. 100 cellules ont été notées pour l’indice mitotique, et 100 cellules mitotiques ont été classées en sept catégories en fonction de la configuration des chromosomes, comme illustré en (B) pour chaque point de temps. (A) La fréquence de chaque catégorie de cellule mitotique est donnée en pourcentage du nombre total de cellules, de sorte que la somme de chaque colonne représente l’indice mitotique. (B) Images représentatives de sept catégories de cellules mitotiques. Étalement des chromosomes : (a) prophase ; (b) métaphase ; (c) anaphase ; et (d) télophase. (e) Phase précoce de la disjonction précoce des chromatides-sœurs. À ce stade, les chromatides-sœurs commencent à se séparer. Les pointes de flèches indiquent les chromosomes dont la cohésion centromérique semble être perdue. (f) Phases ultérieures de la séparation des chromatides-sœurs. A ce stade, les paires de chromatides-sœurs ne sont plus discernables, les restes de la plaque métaphasique sont encore visibles et les chromatides-sœurs ne se sont pas encore hypercondensées. (g) Chromatides simples dispersées. Les chromatides-sœurs sont complètement séparées et distribuées au hasard les unes par rapport aux autres, les chromatides individuelles sont hypercondensées, ce qui donne un aspect « frisé ». Notez que la séparation des chromatides dans les anaphases normales (c) est différente de la séparation précoce des chromatides-sœurs (e-g), en ce sens que des chromatides disjointes et appariées coexistent dans la même cellule.
(C) Une partie des cellules récoltées pour l’analyse des figures A et B ont été fixées à l’éthanol et leur contenu en ADN a été analysé par cytométrie de flux (après coloration fluorescente au iodure de propidium). On voit que la mitose est bloquée car le nombre de cellules 2C devient stable au cours du temps quand Sgo1 est déplété par le siARN. Source : https://journals.plos.org/plosbiology/article?id=10.1371/journal.pbio.0030086

Au cours de l’anaphase, le fuseau s’allonge pour écarter les pôles du fuseau et séparer les deux ensembles de chromosomes (Mallavarapu et al., 1999; Roostalu et al., 2010 ; Vukušić et al., 2017). L’allongement du fuseau est réalisé par la génération de forces de glissement des microtubules au niveau de la zone médiane du fuseau (Kiyomitsu et Cheeseman, 2013; Redemann et al., 2017). La zone médiane est le chevauchement des microtubules au centre du fuseau, formé de microtubules orientés de manière antiparallèle (microtubules interpolaires), qui proviennent des deux pôles opposés du fuseau.

Le glissement des microtubules est favorisé par les membres de la famille de la kinésine-5 dans la plupart des organismes (Avunie-Masala et al., 2011; Brust-Mascher et al., 2009). La kinésine tétramère réticule les microtubules antiparallèles et les sépare. En marchant vers les extrémités positives de chacun des deux microtubules antiparallèles la kinésine-5 peut déplacer les microtubules les uns par rapport aux autres (Kapitein et al., 2005).

**Structure de la kinésine-5. Elle est formée d’un tetramère avec 2 groupes de 2 molécules avec des orientations opposées. Les têtes motrices aux 2 extrémités se déplacent chacune sur un microtubule antiparallèle à celui de l’autre côté au niveau du chevauchement des microtubules du fuseau au milieu de la cellule en anaphase. Source : https://elifesciences.org/articles/51131

Parallèlement au glissement des microtubules, les microtubules interpolaires doivent croître à une vitesse qui permet au fuseau de s’allonger tout en maintenant la zone médiane du fuseau. La croissance des microtubules doit se produire avec au moins la vitesse à laquelle les microtubules du fuseau glissent pour maintenir le chevauchement des microtubules, nécessaire à la stabilité du fuseau. La dynamique des microtubules pendant l’anaphase est régulée par CLASP, qui favorise la polymérisation des microtubules (Bratman et Chang, 2007; Maton et al., 2015).

*Rôle du cytosquelette dans la télophase et la cytodiérèse. (A) Pendant la cytodiérèse (ou cytokinèse), le cortex cellulaire se contracte au niveau de la zone médiane, formant le sillon de clivage ou de division. De nombreux acteurs de ce processus peuvent être classés dans deux ensembles principaux de structures : le réseau contractile (CN) et le fuseau mitotique, représentés par les deux grandes pièces du puzzle. (B) Le CN est constitué de filaments d’actine, de myosine II et de réticulateurs d’actine, qui sont organisés en mailles ou en anneaux et qui génèrent des forces mécaniques au niveau du sillon de division. Un régulateur majeur de ce CN chez les métazoaires est la petite GTPase RhoA (Chircop, 2014). (C) Le fuseau mitotique est composé de microtubules antiparallèles et interdigités qui forment soit les microtubules astraux, soit le fuseau central. Avec ses protéines de liaison et ses moteurs, le fuseau mitotique sépare les chromosomes, positionne le sillon de clivage et aide à réguler la séparation des cellules filles. Source : https://www.frontiersin.org/articles/10.3389/fcell.2020.00441/full

La cytodiérèse correspond au pincement qui se forme entre les deux cellules-filles et qui aboutit à leur séparation. Il est contrôlé par un anneau contractile d’actine/myosine.

*Cytodiérèse observée dans un embryon de souris entre 16 et 32 cellules. Il s’agit d’un embryon transgénique qui exprime les protéines fusion H2B-RFP qui marque la chromatine des chromosomes (violet) et GAP43-GFP qui marque la membrane plasmique (vert). Les pointillés rouge surlignent la zone de pincement entre les deux cellules-filles. Une reconstitution 3D est réalisée à partir d’images prises au microscope confocal. Source : https://www.pnas.org/doi/10.1073/pnas.2119381119

Une fois les cellules séparées, l’activité APC/C reste importante de telle manière à ce qu’aucune cycline mitotique ne puisse s’accumuler. Ce n’est que lors du passage G1 vers S du cycle suivant que l’activité d’APC/C redevient nulle.

Les particularités de la méiose

*Comportement des chromosomes pendant la prophase I et la métaphase I. Barre d’échelle = 5 micromètres. Source : https://www.cell.com/cell-reports/fulltext/S2211-1247(21)01414-5

La méiose consiste en deux divisions cellulaires successives suivant un seul cycle de réplication de l’ADN, ce qui permet de générer des gamètes haploïdes à partir de cellules parentales diploïdes au cours de la reproduction sexuée.

Vidéo de comparaison entre la méiose et la mitose :

L’une des grandes particularités de la méiose sont les crossing-overs en prophase I. Ces recombinaisons homologues sont la clé de la création de la diversité génétique. En recombinant au hasard les allèles d’origine paternel et maternel, les crossing-overs assurent que chaque gamète aura une combinaison inédite et unique d’allèles à transmettre à la descendance. Il s’agit aussi d’un outil qui a été important dans l’histoire de la génétique pour établir que des gènes se trouvent sur un même chromosome et si oui, pour établir la distance génétique entre ces deux gènes. C’est un apport essentiel de la génétique de la drosophile développé par Thomas H. Morgan au début du XXème siècle : pour en savoir plus, voir ce site.

Un crossing-over commence par l’action de la protéine SPO11 (ou de ses homologues) et de ses protéines associées dans un complexe qui catalyse la formation de cassures double brin programmées. Ensuite, les extrémités de cette cassure sont réséquées et traitées par plusieurs nucléases et hélicases pour générer des surplombs étendus d’ADN simple brin (ADNsb) 3′ (Symington, 2016). Ces ADNsb exposés sont successivement recouverts par la protéine de réplication A (RPA) et s’associent à deux recombinases conservées RAD51 et DMC1 pour former des nucléofilaments, qui sont responsables de la recherche d’homologie et de la formation de la double jonction Holliday (dHJ).

**Méiose et recombinaison homologue (A) Formation de gamètes haploïdes à partir d’une cellule diploïde avec une seule paire de chromosomes homologues pour simplifier. La formation de cassures double brins favorisent l’appariement de chromosomes homologues et conduisent à l’échange de fragments chromosomiques (crossing-overs) dans le contexte de chiasma. (B) La recombinaison méiotique est initiée par la formation de cassures double brins médiée par Spo11 et conduit à la formation de croisements via une résolution à double jonction Holliday (dHJ) dépendante de ZMM ou des non-crossingovers par complétion de brins dépendant de la synthèse. (C) Relations entre la recombinaison méiotique et la structure chromosomique d’ordre supérieur. La formation de cassures double brins (DSB) se produit dans des boucles. Au fur et à mesure que la recombinaison progresse, le complexe synaptonémal (SC) polymérise entre les axes et est désassemblé avant la séparation des chromosomes. Les protéines de l’axe Red1 (ovales rouges) et Hop1 (ovales jaunes) sont montrées. (D) Lors de la métaphase I, les chromosomes homologues sont maintenus ensemble par les chiasmas et la cohésine. Source : https://www.frontiersin.org/articles/10.3389/fcell.2021.642737/full

Finalement, les dHJ sont résolus. Une partie des enzymes impliquées ont aussi des fonctions de réparation de l’ADN ce qui n’est pas étonnant puisque le processus moléculaire des crossing-overs a commencé par une cassure double brin. Mais certaines des enzymes sont originales à la méiose. La bonne réalisation des crossing-overs nécessite un coalignement spatial de chromosomes homologues. Une structure macromoléculaire protéique tripartite, également appelée complexe synaptonémal (SC), s’assemble entre les chromosomes homologues coalignés et stabilise la structure de ces derniers (Gao et Colaiácovo, 2018).

L’autre grande originalité par rapport à la mitose est la non-séparation des chromatides d’un même chromosome lors de l’anaphase de la 1ère division méiotique. Les chromosomes homologues se séparent mais pas les chromatides de chaque chromosome. Cela tient au comportement particulier des anneaux de cohésine qui ont des sous-unités différentes par rapport aux anneaux présents à la mitose (Haering et al., 2008; Brar et al., 2009).

***Comparaison des anneaux de cohésine mitotique et méiotique. Les protéines du cycle de cohésine spécifiques de la méiose sont SMC1β, RAD21L, REC8 et STAG3. Source : https://www.frontiersin.org/articles/10.3389/fcell.2021.710033/full

Lors de la seconde division méiotique, ces anneaux sont clivés et la séparation des chromatides peut se faire (Schökel et al., 2011).

Il est courant que la méiose subisse des arrêts chez les futurs gamètes femelles : par exemple chez les Vertébrés, la méiose s’arrête en prophase I lors du développement embryonnaire puis reprend à l’ovulation et s’arrête ensuite en métaphase II. Le dernier déblocage a lieu lors de l’activation de l’ovocyte à la fécondation. Lors du deuxième arrêt, en métaphase II, le facteur CSF ou facteur cytostatique maintient la présence de cycline B-CDK1 par inhibition d’APC/C. CSF est en fait composé des membres d’une voie de signalisation, la voie Mos/MAPK (Dupré et al., 2011). Lors de la fécondation, l’entrée des ions Ca2+ dans le cytoplasme inactive les composants de cette voie (par l’intermédiaire de CamKII et de la calcineurine), provoquant la dégradation de la cycline B et le basculement dans la dernière partie de la deuxième division méiotique.

Maintien de l’identité des cellules durant la division

Des facteurs de transcription restent accrochés à la chromatine lors des divisions cellulaires comme c’est le cas de Sox2. On pense qu’ils sont essentiels pour le maintien de l’identité des cellules.

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Série chronologique de microscopie à fluorescence d’une cellule en division, montrant que le facteur de transcription Sox2 est retenu sur les chromosomes mitotiques. Sox2 joue un rôle clé dans le maintien de l’identité cellulaire pendant la transition de la mitose à l’interphase (Deluz et al., Genes & Development 2016). Source : https://commons.wikimedia.org/wiki/Category:Cells#/media/File:208031_EPFL_David_Suter_Sox2.jpg

En plus de ces facteurs de transcription, les modifications épigénétiques restent présentes sur la chromatine pendant la division cellulaire. L’ensemble des éléments qui restent sur la chromatine et qui permettent de refaire démarrer la transcription de gènes spécifiques après la mitose réalise le « bookmarking », l’équivalent de l’utilisation de marque-pages dans un livre que l’on referme temporairement.

Les divisions asymétriques

A l’issue de la mitose, les 2 cellules-fille ont certes reçu le même patrimoine génétique mais le contenu cytoplasmique reparti entre elles n’est pas forcément homogène.

Les cellules filles de telles divisions peuvent différer non seulement par leur héritage des déterminants, mais aussi par leur taille relative. De telles divisions asymétriques sont répandues au cours du développement. Par exemple, chez les larves de Caenorhabditis elegans, les neuroblastes QR.a se divisent de manière inégale en raison de la distribution asymétrique de la myosine II non musculaire NMY-2, ce qui donne une cellule-fille plus grande avec un destin neuronal et une fille plus petite qui subit l’apoptose (Ou et al., 2010). L’égalisation de la division QR.a par la manipulation de NMY-2 a pour résultat que les deux cellules-filles adoptent le destin neuronal.

Divisions asymétriques lors de l’embryogenèse précoce de C. elegans

L’embryogenèse précoce chez le nématode C. elegans présente plusieurs divisions asymétriques qui produisent des cellules filles de différentes tailles et de différentes destinées. La première division asymétrique est le clivage inégal du zygote en une grande cellule antérieure AB et la plus petite cellule postérieure P1, correspondant respectivement à environ 60 % et 40 % de la taille totale de l’embryon.

La symétrie du zygote est brisée par le centrosome apporté par le spermatozoïde (Goldstein et Hird, 1996; Sadler et Shakes, 2000). Si ce centrosome est détruit par un rayon laser UV, la première division n’est pas asymétrique comme normalement.

En parallèle de la réorganisation du réseau de microtubules autour du centrosome paternel, le réseau cortical d’actine-myosine contractile se déplace vers le futur embryon antérieur (Munro et al., 2004), accompagné de l’établissement de domaines corticaux mutuellement exclusifs des protéines PAR, avec aPKC-3/PAR-3/PAR-6 du côté antérieur et PAR-1/PAR-2/LGL-1 du côté postérieur (Rose et Gönczy, 2014). L’inhibition réciproque des protéines PAR antérieures et postérieurs est un élément essentiel de la polarisation. PAR-1 est capable de phosphoryler PAR-3 ce qui mène à sa dégradation et la phosphorylation de PAR-2 par aPKC empêche sa bonne localisation.

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*Division asymétrique orientée lors du développement précoce de C. elegans. La première division zygotique chez C. elegans se déroule de manière asymétrique pour générer des cellules AB et P1 de taille et de contenu cytoplasmique différents. Les protéines Par dans le zygote sont localisées le long d’un axe cortical antérieur-postérieur : les complexes Par-3/Par-6/aPKC (rouge) localisés antérieurement et Par-1/Par-2 (bleu) localisés postérieurement se répriment mutuellement. L’orientation du fuseau le long de cet axe de polarité est régulée par le complexe GPR-1/2 et LIN-5 (qui est enrichi au niveau du cortex postérieur), assurant une asymétrie correcte dans la distribution des protéines de polarité dans les cellules filles. Ce complexe induit également un déplacement physique postérieur de l’appareil du fuseau par rapport au centre de la cellule, générant ainsi une asymétrie de taille dans les cellules-filles. Source : https://www.mdpi.com/2221-3759/3/4/129/htm
*Première division de C. elegans avec aPKC (couleur magenta) et PAR-2 (vert). On voit clairement la mise en place de la division asymétrique.

Le réseau de polarité PAR assure ensuite la distribution asymétrique des protéines et des ARNm par l’action de médiateurs de polarité, dont les protéines de liaison à l’ARN MEX-5/6, qui sont présentes selon un gradient antéro-postérieur (AP) juste avant le premier clivage (Schubert et al., 2000).

**Relations entre les composants de la polarité antéro-postérieur dans l’embryon de C. elegans. Le contact entre le centrosome et le cortex rompt la symétrie du zygote et entraîne le retrait de PAR-3/PAR-6/PKC-3 de la partie postérieure d’une manière dépendante de NMY-2. Pendant ce temps, l’enrichissement de PAR-2 à la partie postérieure se produit en même temps que celui de PAR-3/PAR-6/PKC-3 à la partie antérieure. À son tour, PAR-1 empêche l’accumulation de MEX-5/6 au niveau postérieur. La présence de MEX-5/6 à l’avant empêche la présence de granules P et de PIE-1 de ce côté de l’embryon, et renforce également la distribution antérieure de PAR-3/PAR-6/PKC-3. En conséquence de cette séquence d’interactions, les granules P et PIE-1 sont ségrégués vers le postérieur du zygote, contrôlant la position des futures cellules germinales. Source : http://dev.wormbook.org/chapters/www_asymcelldiv/asymcelldiv.html

Les marqueurs de polarité antéro-postérieure dirigent également le positionnement asymétrique du fuseau mitotique, qui est situé légèrement décentré vers le côté postérieur à la fin de l’anaphase, provoquant ainsi un premier clivage inégal (Grill et al., 2001). Ce positionnement asymétrique du fuseau repose sur un complexe conservé au cours de l’évolution qui ancre la dynéine motrice au cortex cellulaire (Kotak et Gönczy, 2013). Chez C. elegans, ce complexe ternaire comprend les protéines associées à la membrane GOA-1 et GPA-16, les protéines GPR-1/2, ainsi que la protéine LIN-5, qui interagit avec la dynéine (Srinivasan et al., 2003). La dynéine ainsi ancrée dans le cortex cellulaire exerce une force de traction sur l’extrémité + des microtubules astraux en dépolymérisation et, par conséquent, sur les pôles attachés du fuseau. En réponse aux signaux de polarité antéro-postérieure, davantage de GPR-1/2 et de LIN-5 sont présents dans le cortex postérieur, ce qui provoque une force nette plus importante tirant sur le pôle postérieur du fuseau, entraînant le clivage inégal du zygote en une grande cellule AB et une petite cellule P1 (Park et Rose, 2008).

Au cours des stades ultérieurs de l’embryogenèse de C. elegans, la plupart des cellules dérivées de AB se divisent symétriquement de manière synchrone, tandis que les descendants de P1 subissent trois divisions asymétriques supplémentaires. Globalement, cela conduit à la génération de sept des cellules fondatrices qui produiront chacune des tissus spécifiques ; par exemple, E donnera naissance à l’intestin et P4 à la lignée germinale. Le destin de chaque cellule fondatrice est spécifié par des composants maternels distribués de manière asymétrique, ainsi que par des mécanismes régulés de traduction et de dégradation des protéines (Zacharias et Murray, 2016).

La ségrégation asymétrique des déterminants est également utilisée lors des premiers clivages de l’embryon de C. elegans pour spécifier la lignée germinale et la lignée somatiques. Le zygote subit quatre divisions asymétriques, dont chacune donne naissance à un blastomère somatique plus grand (AB, EMS, C et D) et à un blastomère germinal plus petit (P1, P2, P3 et P4). Au cours de ces divisions, les granules P et les protéines nécessaires au développement de la lignée germinale sont hérités préférentiellement par l’une des 2 cellules-filles. Les granules P sont de gros complexes ribonucléoprotéiques que l’on trouve exclusivement dans la lignée germinale. L’observation dans le zygote de granules P marqués par fluorescence dans des embryons vivants a révélé que la ségrégation des granules P implique à la fois un mouvement dirigé et une dégradation localisée. Avant le premier clivage, les granules P sont dispersés dans tout le cytoplasme puis migrent vers le pôle postérieur où se formera le blastomère germinatif P1. Les granules P qui restent dans la partie antérieure sont dégradés (ou désassemblés). Le cytosquelette d’actine et plusieurs protéines corticales localisées de manière asymétrique le long de l’axe antéro-postérieur sont nécessaires à la ségrégation des granules P. Un autre facteur qui sépare la lignée germinale dans les embryons précoces est PIE-1, une protéine codée par la mère nécessaire pour inhiber la transcription de l’ARNm et le développement somatique dans les blastomères de la lignée germinale. Comme les granules P, la protéine PIE-1 se trouve initialement dans tout le cytoplasme des embryons nouvellement fécondés et s’enrichit dans le cytoplasme postérieur avant le premier clivage. En conséquence, PIE-1 est présent principalement dans P1 au stade 2 cellules. La ségrégation asymétrique de PIE-1 est répétée dans les blastomères germinaux P1, P2 et P3. Dans P4, qui se divise également et sépare les granules P à ses deux descendants (Z2 et Z3), PIE-1 reste uniforme et est également réparti entre les deux filles.

Comme de nombreux ARN maternels, l’ARN pie-1 est présent dans tous les blastomères jusqu’au stade 4 cellules. Après le stade de 4 cellules, il est perdu dans les blastomères somatiques et conservé uniquement dans les blastomères de la lignée germinale. Il est donc peu probable que la localisation de l’ARN contribue à la localisation de PIE-1 avant le stade 4 cellules, mais il pourrait être impliqué dans les stades ultérieurs. La traduction localisée de l’ARNm pie-1 pourrait également concentrer PIE-1 dans la lignée germinale. La capacité de PIE-1 à s’associer aux centrosomes pendant la mitose peut contribuer aussi à sa distribution asymétrique. Au début de chaque mitose, PIE-1 s’accumule autour des deux centrosomes du fuseau naissant. Au fur et à mesure que le fuseau tourne en vue du clivage, PIE-1 disparaît du centrosome destiné à la fille somatique (« centrosome somatique ») et n’est retenu que sur le centrosome destiné à la fille germinale (« centrosome germinal »).

Divisions asymétriques lors de la formation du système nerveux de la drosophile

L’autre modèle abondamment étudié pour examiner la distribution asymétrique des déterminants du destin cellulaire est le neuroblaste de la drosophile, le type cellulaire à l’origine du développement du système nerveux central. Une caractéristique du neuroblaste de la drosophile est sa capacité à polariser les protéines, notamment Inscutable (Insc), le LGN, la protéine NuMA et la dynéine, sur la membrane cellulaire avant la mitose. La polarisation cellulaire initiale est établie en maintenant le contact cellule-cellule avec le neuroépithélium d’un côté. La polarisation est suivie d’un alignement du fuseau mitotique le long de l’axe de polarité, conduisant à une ségrégation asymétrique des déterminants du destin cellulaire. Lorsque l’axe de division est perpendiculaire à l’axe de polarité, les deux cellules filles perpétuent l’état de cellules souches.

**Division cellulaire asymétrique dans les neuroblastes de drosophile. Les neuroblastes (NBs) se divisent de manière asymétrique pour s’auto-renouveler et pour générer une cellule fille plus différenciée. Le complexe Par (Baz, Par6 et aPKC ; ligne bleue) se localise de manière asymétrique au niveau du cortex apical des NBs. Le complexe Par recrute Inscuteable (Insc, ligne verte), qui recrute à son tour le complexe Pins/Mud/Gαi (ligne orange) au cortex cellulaire apical. Grâce à Mud, ces complexes apicaux orientent le fuseau mitotique par rapport à l’axe apical-basal établi. Par une cascade d’événements de phosphorylation, le complexe apical Par dirige les déterminants du destin cellulaire Numb, Pros et Brat (ligne rouge) vers le cortex cellulaire basal. Lorsque le NB se divise de manière asymétrique, ces déterminants du destin cellulaire sont séparés vers le GMC, où ils favorisent la différenciation plutôt que l’auto-renouvellement. A, apical ; B, basal. Source : https://journals.biologists.com/dev/article/139/23/4297/45400/Drosophila-neuroblasts-a-model-for-stem-cell

Semblable aux neuroblastes de drosophile, les progéniteurs épidermiques de souris maintiennent le contact avec la membrane basale pour établir la polarité initiale pour leur division (Poulson et Lechler, 2010; Williams et al., 2011). La polarisation de la distribution des orthologues de souris d’Insc, LGN, NuMA et dynéine est nécessaire pour diriger l’axe de division. La perte de polarité dans les progéniteurs épidermiques de la souris entraîne des défauts de stratification de la peau et une différenciation incorrecte (Lechler et Fuchs, 2005).

Dans les neuroblastes de drosophile, tout comme d’ailleurs dans les progéniteurs épidermiques de souris, on retrouve les orthologues des protéines PAR que l’on a rencontré lors des premières divisions chez C. elegans. Un domaine Par se forme au niveau du cortex apical pendant la mitose où il empêche l’accumulation de déterminants du destin neuronal, les restreignant au cortex basal. Les domaines corticaux résultants sont coupés en deux par le sillon de clivage conduisant à la ségrégation des déterminants dans la cellule fille basale où ils favorisent la différenciation au détriment de l’auto-renouvellement (Homem et Knoblich, 2012).

Lors des divisions asymétriques, des organelles et des vésicules peuvent se répartir de manière inégale entre les cellules filles. Par exemple, dans les cellules souches neurales de la zone sous-ventriculaire du cerveau de la souris adulte, les gouttelettes lipidiques peuvent se répartir de manière inégale et la cellule souche neurale fille qui en hérite le plus prolifère plus vite (Ramosaj et al., 2021).

**Répartition inégale des gouttelettes lipidiques lors de la division de cellules souches neurales et effet sur la prolifération. d) Analyse des divisions cellulaires pour étudier la répartition des gouttelettes lipidiques (LD) après une division dans les cellules souches neurales (NSPC) de la zone sous-ventriculaire (SVZ) de souris adultes. Immunofluorescence avec des anticorps anti-PLIN2 qui est une protéine spécifique des LD (blanc), anti-tubuline qui permet de voir le fuseau mitotique (vert). L’ADN (DAPI) est représenté en bleu. e) La quantification de la répartition des LD montre qu’un tiers des NSPC en division dans la SVZ distribue les LD de manière asymétrique (31,4 %). Le pourcentage d’asymétrie augmente même jusqu’à la moitié de toutes les cellules (51,4 %) lorsqu’on analyse le volume des LD. f) Illustration schématique de l’analyse time-lapse pour étudier les conséquences de l’héritage asymétrique des LD. g) L’analyse par imagerie time-lapse de cellules filles appariées a révélé une augmentation significative du temps jusqu’à la prochaine division chez la fille qui a hérité asymétriquement moins de LD. h) Les cellules filles individuelles appariées de l’analyse time-lapse et leur temps jusqu’à la prochaine division sont indiqués. Les points rouges illustrent les divisions pour lesquelles le temps jusqu’à la prochaine division était plus court dans la fille qui a hérité asymétriquement de plus de LD. Source : https://www.nature.com/articles/s41467-021-27365-7

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AUTRES RESSOURCES SUR LE SUJET :

Mitose et régulation du cycle cellulaire (RNBio – Sciences Sorbonne Université)

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