Le cytosquelette

Par Patrick Pla, Université Paris-Saclay

SOMMAIRE : Les microfilaments d’actine ; Le réseau de microtubules ; Les filaments intermédiaires

Le cytosquelette est un réseau de fibres protéiques dans le cytosol et aussi dans le nucléoplasme. Il assure une fonction de soutien de structures cellulaires (comme les microvillosités) et de cohésion des tissus (via les jonctions adhérentes auxquelles il participe), permet les déformations cellulaires transitoires et la mobilité cellulaire (migration cellulaire, déplacement des spermatozoïdes…) et assure la mise en mouvement de structures intracellulaires (organites, vésicules, chromosomes lors de la division cellulaire…).

En résumé, le cytosquelette est la charpente de l’architecture de la cellule et contrôle ses mouvements et les mouvements de ses structures internes. Il est composé de microfilaments (actine), de microtubules (tubuline) et de filaments intermédiaires. La nature dynamique du réseau de microfilaments et de microtubules est une propriété fondamentale pour de nombreuses fonctions assurées par le cytosquelette.

Les microfilaments d’actine

L’actine est une famille de protéines globulaires multifonctionnelles qui forment des microfilaments dans le cytosquelette et des filaments minces dans les fibrilles musculaires. On la trouve dans pratiquement toutes les cellules eucaryotes, où elle peut être présente à une concentration supérieure à 100 µM; sa masse est d’environ 42 kDa, avec un diamètre de 4 à 7 nm. C’est la protéine la plus abondante dans un grand nombre de cellules animales (à commencer par les cellules musculaires mais pas seulement). Chez les vertébrés, il y a trois groupes principaux d’isoformes d’actine : l’α-actine, qui se trouve dans les structures contractiles musculaires; la β-actine, trouvée aux bords en expansion des cellules qui produisent des protrusions pour se déplacer (lamellipodes…) ; et la γ-actine, qui se trouve dans les filaments des fibres de tension.

*La localisation de l’ARNm de la β-actine est hautement dynamique et corrélée à la protrusion et à la migration cellulaires. La traduction de la β-actine se fait donc au plus proche des structures qui en ont besoin.
Dynamique en temps réel de l’ARNm de la β-actine dans une cellule en migration. La technique de marquage MS2-GFP (MS2 est une protéine qui a une forte affinité pour les ARN et que l’on peut cibler sur un ARNm particulier) a été utilisée pour visualiser l’ARNm endogène de la β-actine. La carte des couleurs montre l’intensité de fluorescence représentant la concentration d’ARNm de β-actine (Hye Yoon Park and Robert H. Singer, Albert Einstein College of Medicine).

Une protéine d’actine est la sous-unité monomérique des microfilaments, l’un des trois principaux composants du cytosquelette. L’actine peut être présente sous forme de monomère libre appelé actine G (globulaire) ou dans le cadre d’un microfilament, sous la forme d’un polymère linéaire appelé actine F (filamenteux) qui fait 7 nm de diamètre. L’incorporation d’une molécule d’actine G dans un microfilament se fait avec l’hydrolyse d’un ATP. Les monomères d’actine G s’agencent selon une hélice dextre avec des liaisons non covalentes. Un tour d’hélice est formé de 13 monomères. Deux brins F-actine parallèles doivent pivoter de 166 degrés pour être correctement placés l’un sur l’autre. Cela crée la structure en double hélice des microfilaments trouvés dans le cytosquelette.

*Structure de l’actine sous sa forme G et sa forme F. Les microfilaments d’actine sont polarisés avec une extrémité dite barbelée (quelquefois appelée +) où les nouveaux monomères sont ajoutés (avec l’aide de la profiline) et une extrémité pointue où les monomères sont enlevés (quelquefois appelée -). Le microfilament d’actine est donc en équilibre dynamique.

La dynamique de polymérisation de l’actine peut être modifiée. La profiline est une protéine qui aide l’actine F à se polymériser du côté barbelé du microfilament existant. Elle permet d’échanger un ADP contre un ATP qui est indispensable à la polymérisation. La protéine ADF (pour Actin Depolymerizing Factor) ou destrine accélère le “tapis roulant” de l’actine, c’est-à-dire la dépolymérisation du côté pointu, augmentant la concentration d’actine G, ce qui provoque l’accélération de la polymérisation du côté barbelé.

*Rôle de l’ADF (ou destrine) dans l’accélération du dynamisme de la polymérisation/dépolymérisation de l’actine. Les lettres dans les formes correspondent à diverses conformations de l’actine. D’après https://citeseerx.ist.psu.edu/viewdoc/download?doi=10.1.1.472.1017&rep=rep1&type=pdf

D’autres protéines de la même famille qu’ADF, les cofilines, ont la même fonction.

Les protéines CP dites de capping, quant à elles, bloquent les côtés barbelés ce qui inhibe la croissance des microfilaments avec CP et favorise ainsi la croissance des microfilaments sans CP.

Des facteurs de nucléation sont nécessaires pour stimuler la polymérisation de l’actine. Un de ces facteurs de nucléation est le complexe Arp2/3, qui imite un dimère de G-actine afin de stimuler la nucléation (ou la formation du premier trimère) de la G-actine monomère. Le complexe Arp2/3 se lie aux filaments d’actine à 70 degrés pour former de nouvelles branches d’actine à partir des filaments d’actine existants. La nucléation médiée par Arp2/3 est nécessaire pour la migration cellulaire.

*Formation d’une nouvelle branche d’actine F par le complexe Arp2/3
*Les mélanoblastes ne migrent pas à destination en absence de Arp3. Les mélanoblastes sont des dérivés de crêtes neurales qui migrent sur de très longues distances avant de s’associer avec l’épiderme. Grâce au système Cre/Lox, Arp3 a été délété dans les mélanoblastes uniquement. On obtient des souris qui ont d’importants défauts de pigmentation. Une analyse plus poussée montre que cela est essentiellement dû à une migration déficiente des mélanoblastes. Source : https://journals.biologists.com/dev/article/147/22/dev194555/226206/The-Arp2-3-complex-is-crucial-for-colonisation-of

Les formines constituent une autre famille impliquée dans la nucléation des microfilaments d’actine. Ils agissent en aval de la signalisation activée par la petite GTPase RhoA. Les souris qui n’ont plus Fhod3, un membre de cette famille, ne sont pas capables de refermer leur tube neural lors de la neurulation car la constriction apicale qui dépend de l’actine dans les cellules de la plaque neurale ne peut pas se faire correctement.

*Un facteur impliqué dans la nucléation de l’actine est indispensable à la fermeture du tube neural et à la bonne organisation du neuroépithélium. Images de microscopies confocales de coupes transversales au niveau du rhombomère 4 d’embryons de souris sauvages et Fhod3-/- à E9.5. WGA = wheat germ agglutinin, protéine qui se fixe sur les résidus glucidiques de protéines membranaires (= marqueur de membrane plasmique). Hoeschst = marqueur d’ADN. Barre d’échelle = 50 µm. Source : https://www.jbc.org/article/S0021-9258(20)39386-8/fulltext

La capacité d’une cellule à former ou à détruire de manière dynamique des microfilaments fournit l’échafaudage qui lui permet de se remodeler rapidement en réponse à son environnement ou aux signaux internes de l’organisme. Les monomères formant l’actine sont reliés par des liaisons faibles et non covalentes d’où la rapidité et la réactivité en ce qui concerne la polymérisation et la dépolymérisation.

Les microfilaments peuvent être organisés en faisceaux parallèles (comme dans les microvillosités de certaines cellules épithéliales), en réseaux maillés (comme dans les lamellipodes ou dans le réseau sous-membranaire) ou en faisceaux contractiles (comme dans les fibres musculaires ou dans les cellules en migration).

*Trois arrangements des microfilaments d’actine avec les protéines associées. Source : https://ressources.unisciel.fr/biocell/chap4/co/module_Chap4_8.html

Le réseau d’actine dans une cellule peut être visualisé grâce à la phalloïdine couplée à un fluorophore. La phalloïdine est un peptide bi-cyclique extrait du champignon Amanita phalloides, l’amanite phalloïde. Elle se lie spécifiquement aux filaments d’actine, empêchant sa dépolymérisation et empoisonnant la cellule. Cette propriété de liaison avec l’actine lui permet d’être utilisé en imagerie cellulaire afin de visualiser les polymères d’actine quand la phalloïdine est couplée avec des molécules fluorescentes comme l’Alexa 488 (émet dans le vert) ou l’Alexa 555 (émet dans le rouge).

Dans les cellules mésenchymateuses en migration, les microfilaments d’actine forment des fibres de tension (ou fibres de stress). Ces fibres sont reliées aux points focaux d’adhérence qui servent de points d’appui de la cellule sur la matrice extracellulaire.

*Points focaux d’adhérence et fibres de stress (ou de tension) d’actine (A) Superposition de la projection maximale d’images de microcopie confocale d’une cellule d’ostéosarcome humain exprimant la protéine paxilline-GFP (vert, seul en C) et colorée avec de la phalloïdine-CF405 (rouge, seul en B), une toxine qui se lie spécifiquement à l’actine F. Barre d’échelle : 5 µm. Source : https://www.mdpi.com/2079-7737/10/11/1189
*Liens fonctionnels microfilaments d’actine/matrice extracellulaire. Structure des fibres de tension (ou de stress) et accrochage aux points focaux d’adhérence. Source : https://ressources.unisciel.fr/biocell/chap4/co/module_Chap4_9.html
**Trois types de fibres de stress (de tension) visibles dans cette cellule d’ostéosarcome. Les fibres de stress ventrales sont accrochées des 2 côtés à des points focaux d’adhérence et les fibres de stress dorsales seulement d’un côté. L’actine est révelée par la phalloïdine et les points focaux d’adhérence par un anticorps anti-phosphotyrosine. Source : https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pmc/articles/PMC3542796/

L’actine participe à de nombreux processus cellulaires importants. Citons la contraction musculaire, la motilité cellulaire, le guidage axonal, la division cellulaire, notamment la cytokinèse (ou cytodiérèse), la signalisation cellulaire et l’établissement et le maintien des jonctions cellulaires et de la forme cellulaire. Beaucoup de ces processus sont médiés par des interactions de l’actine avec des complexes protéiques associées aux membranes cellulaires.

Dans la contraction musculaire, l’actine polymérisée se lie à une autre protéine, la myosine. Cette dernière s’accroche au polymère d’actine et la fait coulisser par rapport à elle; à l’autre bout du filament de myosine, un autre filament d’actine procède de façon symétrique; les deux filaments d’actine se rapprochent donc l’un de l’autre, c’est la contraction musculaire.

*Organisation d’un sarcomère. Chaque sarcomère peut être divisé axialement en différentes zones en fonction de son ultrastructure : la bande I (isotrope) où seuls des filaments fins d’actine sont présents, la bande A (anisotrope) qui contient des filaments d’actine et les filaments épais de myosine qui se chevauchent, le disque Z qui borde le sarcomère à ses extrémités, ancrant les extrémités barbelées (+) des filaments d’actine, et la bande H au centre, où seuls les filaments de myosine sont présents et réticulés. Les filaments minces sont réticulés de manière antiparallèle au niveau des disques Z par de multiples interactions moléculaires. En fait, plus de 50 protéines peuvent être associées à des disques Z matures, et elles sont considérées comme l’une des structures macromoléculaires les plus complexes dans les organismes vivants. Les disques ne jouent pas uniquement un rôle dans le maintien de l’architecture des myofibrilles, mais jouent également un rôle dans la signalisation, la mécanodétection et la mécanotransduction.
Source : https://fr.wikipedia.org/wiki/Sarcom%C3%A8re#/media/Fichier:Sarcomere_FR.svg

Cette interaction qui se passe à grande échelle lors de la contraction des muscles peut se passer à plus petite échelle lors de la déformation des cellules, comme par exemple lors de la constriction apicale nécessaire pour la formation des cellules en bouteille lors de la gastrulation des amphibiens ou pour la formation du tube neural lors de la neurulation.

L’actine joue un rôle dans la phase finale de la mitose et des divisions méiotiques : la cytodiérèse. Elle forme l’anneau contractile permettant de séparer les cellules-filles. La constriction de cet anneau est fondamentale. L’anneau contractile est composé de faisceaux de filaments d’actine se chevauchant dans des orientations mixtes, de moteurs myosine-II non musculaires, de protéines de réticulation et de protéines d’échafaudage. Pendant longtemps, il a été suggéré que la constriction annulaire est entraînée par un glissement relatif des filaments d’actine propulsé par la myosine, analogue à la contraction du sarcomère musculaire. Mais contrairement aux sarcomères musculaires, l’orientation des filaments d’actine formant l’anneau est désordonnée. Des facteurs supplémentaires sont donc nécessaires pour expliquer le fonctionnement des anneaux contractiles. Il est intéressant de noter que les phases de la constriction de l’anneau se sont révélées indépendantes de la myosine-II. Par exemple, dans les embryons de C. elegans, la constriction se poursuit après l’inactivation conditionnelle de la myosine-II et dans les embryons de drosophile, une phase indépendante de la myosine-II a été identifiée lors du clivage. De plus, plusieurs organismes manquent complètement de myosine-II. Les sources possibles de la force motrice sous-jacente aux mécanismes de constriction indépendants de la myosine pourraient être des protéines de réticulation de l’actine et du désassemblage des filaments d’actine. L’anilline, une protéine d’échafaudage et de réticulation de l’actine non motrice hautement enrichie dans l’anneau contractile pendant la cytokinèse est impliquée. Elle entraîne de manière autonome le glissement relatif des filaments d’actine et se couple avec le désassemblage des filaments d’actine pour générer la contractilité. L’anilline est contrôlée par la petite GTPase Rho.

***La petite GTPase Rho contrôle l’anneau contractile lors de la cytodiérèse. La GTPase Rho est l’activateur principal de la cytodiérèse. Rho-GTP active de multiples effecteurs essentiels : Rho kinase, Citron kinase, la formine Diaphanous et la protéine d’échafaudage multi-domaines, anilline. L’anilline est l’organisateur principal de la cytodiérèse qui peut lier de nombreux autres composants du réseau de signalisation Rho et de la membrane plasmique. Dans l’anneau contractile, l’anilline organise deux sous-réseaux cytosquelettiques dépendants de Rho : l’actomyosine et l’anillo-septine. Source : https://www.frontiersin.org/articles/10.3389/fcell.2020.575226/full

Signalons que dans les ovocytes de Mammifères, il n’y a pas de centrioles et bien que des microtubules dits acentriolaires s’organisent, ils ne sont pas aussi longs que les microtubules astraux que l’on trouve habituellement lors de la mitose. Par conséquent, le positionnement du fuseau méiotique très excentré (qui va produire un globule polaire) ne peut dépendre que marginalement des microtubules mais dépend essentiellement des microfilaments d’actine. Deux éléments interviennent : un premier réseau d’actine initiée par les nucléateurs Formine-2 et Spire1/2 puis un autre réseau initié par Arp2/3 (Azoury et al., 2008; Pfender et al., 2011, Holubcova et al., 2013; Chaigne et al., 2013). La myosine-II en interaction avec l’actine, tire le fuseau mitotique vers la partie corticale de l’ovocyte (Simerly et al., 1998), ce qui permet d’excentrer fortement les chromosomes et permet la division très asymétrique donnant naissance à un ovocyte et à un globule polaire.

Des parasites intracellulaires tels que Listeria sont capables de détourner la machinerie cellulaire qui contrôle la polymérisation de l’actine pour former des microfilaments derrière eux, ce qui permet de les propulser.

Chez les végétaux, le réseau de microfilaments d’actine est impliqué dans de nombreux processus morphogénétiques à l’échelle cellulaire, notamment le développement des trichomes à la surface des feuilles (Mathur et al., 1999) et le développement des poils absorbants dans les racines (Takatsuka et Ito, 2020).

**Contrôle par le cytosquelette du positionnement des poils absorbants. ACT2 et ACT7 sont des isoformes particulières d’actine-G. Les lignes noires représentent les interactions protéiques directes. Les voies de signalisation de l’éthylène et de l’auxine convergent vers le complexe AIP1-2-ACT7 pour contrôler le positionnement de la formation des poils absorbants, qui est finalement un cas de mise en place de polarité planaire. Cela se fait en coordination avec le positionnement des petites protéines G de type Rho (ROP2/4/6). Les flèches noires pleines et en pointillés représentent respectivement une action directe ou indirecte sur la cible. Source : https://www.frontiersin.org/articles/10.3389/fpls.2020.580935/full

Le réseau de microtubules

Tubulin in Endothelial Cells.jpg
*Immunofluorescence de microtubules dans des cellules endothéliales humaines en culture. Notez comme les microtubules sont plus denses autour d’une région à côté du noyau. C’est là que se trouve le centrosome, le centre organisateur des microtubules. Source.

Les microtubules sont des fibres creuses de 24 nm de diamètres, formées de 13 protofilaments, chacun formés d’hétérodimères de tubuline α et β. Les microtubules sont polarisés avec un pôle + très dynamique et un pôle – plus stable. L’allongement de l’extrémité + se fait par ajout de dimères α-β-tubuline et hydrolyse du GTP lié à la β-tubuline en GDP+Pi. L’hydrolyse a lieu avec un petit retard par rapport à l’incorporation générant une coiffe GTP qui est importante pour la stabilité des microtubules (Brouhard et Rice, 2018).

*Dynamisme des microtubules. D’après https://www.frontiersin.org/articles/10.3389/fncel.2018.00165/full
**Ralentir l’hydrolyse du GTP stabilise les microtubules. Kymographes représentant une agrégation d’images dans le temps (axe vertical). La tubuline est couplée à un fluorophore vu en mauve, et EB3, une protéine qui se fixe aux extrémités couvertes de GTP des microtubules est couplée à la GFP. E254D est un mutant de la β-tubuline chez qui la lyse du GTP est ralenti. Source : https://elifesciences.org/articles/51992

L’agencement général du réseau microtubulaire d’une cellule est sous le contrôle d’un centre organisateur, le centrosome, un complexe protéique organisé autour de 2 centrioles. De là, rayonnent les microtubules avec leurs extrémités – du côté du centrosome.

*Polymérisation des microtubules à partir du centriole. Notez la présence de γ-tubuline (=gamma-tubuline, en rose) dans le complexe TuRC (Tubulin Ring Complex) qui initie la formation du microtubule.  Source : https://ressources.unisciel.fr/biocell/chap4/co/module_Chap4_20.html

Néanmoins, le centrosome n’est pas nécessaire pour que se forment des microtubules. Si on le détruit avec un laser, des microtubules se formeront ailleurs mais le réseau sera moins organisé.

De l’autre côté, du côté positif, les protéines EB se fixent sur la coiffe GTP et contrôlent la dynamique du réseau (Akhmanova et Steinmetz, 2015).

Les tubulines sont particulièrement abondante dans les neurones (jusqu’à 20 % des protéines totales). Ce sont les microtubules qui soutiennent les prolongements que constituent les dendrites et l’axone avec de nombreuses protéines régulatrices associées.

***Organisation des microtubules et des protéines associées (MAP) dans les axones et les dendrites. Dans les axones, les microtubules (MT) forment des faisceaux stables et polarisés, qui assurent l’intégrité structurelle des axones et servent de « rails » pour guider les protéines motrices dépendantes des MT. Les MT axonales sont stabilisées par plusieurs MAP dont Tau, MAP1B et DCX. Le cône de croissance contient un ensemble de MT stables et dynamiques, qui sont essentiels pour l’avancement du cône de croissance d’un axone en développement. Diverses protéines +TIPs s’accumulent aux extrémités + des MT en croissance dans le cône de croissance, où ils régulent la dynamique des MT pendant la croissance et le guidage des axones. Les MT de polarité mixte sont situés dans les dendrites où MAP1A et MAP2 contribuent à la stabilisation de la MT. Source : https://www.frontiersin.org/articles/10.3389/fncel.2018.00165/full

La stabilité des microtubules est contrôlée par des modifications post-traductionnelles de certains acides aminés des tubulines (acétylation, glutamylation, tyrosination…) et par l’association avec des MAP (pour Microtubule Associated Proteins). La plupart des modifications post-traductionnelles concerne la partie C-terminale des tubulines qui est justement de l’interaction avec les MAP mais aussi avec les moteurs moléculaires (Song et Brady, 2015). Dans les neurones, MAP2 et MAP4 ainsi que la protéine TAU s’associent aux microtubules sur toute leur longueur, et réduisent fortement la probabilité de déclenchement de la « catastrophe », c’est-à-dire de la dissociation rapide des microtubules.

**Microtubules dans un axone reliés par la protéine TAU. Image en microscopie électronique à balayage. Les flèches vertes indiquent certaines des protéines TAU visibles qui relient plusieurs microtubules entre eux. L’axone provient d’un neurone de porc. Barre d’échelle = 100 nm. Source : https://www.biorxiv.org/content/10.1101/2022.04.01.485819v1

Le transport intracellulaire est une fonction cellulaire essentielle qui est assurée par un vaste réseau cytosquelettique et trois grandes classes de protéines motrices, à savoir les kinésines, les dynéines et les myosines (Hirokawa et al. 2009; de Lanerolle 2012 ; Olenick et Holzbaur 2019). Alors que les myosines sont responsables du transport à courte distance le long de filaments d’actine orientés de manière aléatoire, les kinésines et les dynéines assurent un transport directionnel à longue distance sur un réseau de microtubules polarisés (Titus, 2018).

*Les moteurs moléculaires le long des microtubules. Source : https://ressources.unisciel.fr/biocell/chap4/co/module_Chap4_22.html

La kinésine-1, un moteur dirigé vers l’extrémité + des microtubules, a été la première kinésine identifiée et est bien caractérisée (Hirokawa et al. 2009). Elle transporte diverses cargaisons, notamment des protéines, des organites, des complexes nucléoprotéiques (RNP) et même des virus (Chudinova et Nadezhdina 2018; Garcin et Straube 2019; Banerjee et al. 2020) et est essentiel pour de nombreux processus tels que le transport réticulum endoplasmique (ER)-Golgi, la distribution mitochondriale dans les axones et les dendrites, la migration cellulaire et la formation des axes chez les embryons.

La kinésine-1 abrite un domaine moteur N-terminal, suivi d’une longue tige enroulée qui médie l’homodimérisation, et une queue flexible avec une fonction de régulation (Seeger et Rice 2013). Les deux domaines moteurs sont alimentés par l’hydrolyse de l’ATP, qui provoque des changements de conformation qui permettent à la molécule de kinésine de se déplacer de manière processive le long des microtubules (Qin et al. 2020).

Reconstitution du déplacement de la kinésine sur un microtubule

Signalons que des membres de la famille des kinésines (kinésine-8 et kinésine-13), une fois arrivés au pôle + des microtubules en profite provoquer une « catastrophe » c’est-à-dire la dépolymérisation rapide des microtubules (Shreshta et al., 2019).

***Modèles proposés pour la dépolymérisation des microtubules par la kinésine-8 (A) Le modèle de dépolymérisation active propose que les protéines motrices kinésine-8 se déplacent sur le microtubule vers l’extrémité + où elles s’accumulent pendant un certain temps avant de dépolymériser la MT. (B) Le modèle de coiffage propose que kinésine-8, en particulier la kinésine Kif18A humaine, supprime la dynamique du microtubule aux extrémités + en servant de facteur de coiffage. Le coiffage bloque à la fois la croissance et le rétrécissement, conduisant au bout d’un moment à la catastrophe su microtubule. Source : https://www.mdpi.com/2218-273X/9/1/1/htm

Les microtubules forment également les cils primaires qui ont un rôle important dans la signalisation (par exemple de la voie Hedgehog) et les cils vibratiles qui mettent en mouvement le milieu extérieur (important notamment dans la mise en place de l’asymétrie droite/gauche).

Un cil primaire est présent à la surface de la plupart des cellules quiescentes de l’organisme. Il est produit à partir d’un centriole qui s’arrime à la membrane plasmique et devient le corps basal du faisceau des microtubules qui forme l’axonème (Sanchez et Dynlacht, 2016). Un mauvais développement des cils crée des pathologies appelées ciliopathies. La protéine OFD1 est un composant des centrioles et recrute IFT88, une protéine nécessaire à la formation des cils primaires (Singla et al., 2010). Des mutations perte-de-fonction du gène codant OFD1 sont impliqués dans plusieurs ciliopathies (maladie rénale polykystique, syndrome de Bardet-Biedl et syndrome orofaciodigital de type 1).

Les microtubules forment aussi les flagelles, notamment celui du spermatozoïde.

**Structure de l’axonème du flagelle d’un spermatozoïde de mammifère. Le flagelle est limité par une membrane plasmique et contient une matrice dans laquelle se trouvent des microtubules longitudinaux, rectilignes et parallèles les uns avec les autres. Un double microtubule central, de faible longueur, qui se termine dans la partie proximale de l’axonème, est entouré d’une gaine centrale. Neuf paires de microtubules périphériques (microtubules A et B qui sont appelés tubules A et B dans ce cadre). Le tubule A (en général plus petit) porte deux bras formés de dynéine (qui peuvent s’attacher transitoirement au tubule B du doublet voisin) et possède un rayon, fibres à disposition radiaire se terminant par un renflement. Les tubules sont formés de plusieurs microtubules. Les 9 doublets sont reliés entre eux par des ponts de nexine. Source : https://www.researchgate.net/figure/Structure-de-laxoneme-du-flagelle-dun-spermatozoide-de-mammifere-Laxoneme-est_fig2_302889759

Dans les cellules végétales, des faisceaux de microtubules corticaux (juste sous la membrane plasmique) jouent un rôle fondamental pour guider les mouvements des complexes de cellulose synthase qui permettent la synthèse de cellulose de la paroi. L’orientation des microfibrilles de cellulose est directement dépendante de l’orientation des microtubules corticaux. Cette orientation détermine ensuite selon quel axe la cellule va pouvoir s’allonger, ce qui est un paramètre crucial pour la morphogénèse des tissus végétaux.

*Les microtubules corticaux des cellules végétales guident l’orientation des fibres de cellulose dans la paroi
Un complexe en forme de rosette contenant plusieurs cellulose synthases sont rattachés aux microtubules corticaux par des protéines de liaison, telles que CSI1 et donnent naissance à plus d’une douzaine de chaînes cellulosiques, qui forment rapidement une microfibrille de cellulose cristalline dans la paroi cellulaire. Les microtubules corticaux sont reliés entre eux par des protéines comme MAP65 qui stabilise l’ensemble de la structure. Source : https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pmc/articles/PMC4441250/

Les filaments intermédiaires

Contrairement aux 2 cas précédents, les filaments intermédiaires ne sont pas polarisés. Ils font 10 nm de diamètre, donc d’une taille intermédiaire par rapport aux microfilaments d’actine (qui sont plus petits) et aux microtubules (qui sont plus gros). Le rôle de ces filaments est essentiellement structural : maintien de la forme des cellules et contrôle de leur résistance aux contraintes mécaniques. Cependant, des rôles supplémentaires pour les filaments intermédiaires émergent comme par exemple la vimentine qui stabilise des ARNm codant des sous-unités du collagène en s’associant à la région 5′ de ces ARNm dans un complexe avec la protéine LARP6 (Challa et Stefanovic, 2011).

De nombreux filaments intermédiaires sont attachés via un complexe aux desmosomes et aussi aux hémidesmosomes qui relient les cellules épithéliales à la lame basale.

La kératine forme un filament intermédiaire en s’enroulant en hélice autour d’autres kératines. Sa séquence contient beaucoup d’acides aminés soufrés ce qui permet de former beaucoup de ponts disulfures et lui confère sa rigidité. Elle est produite en quantité dans les kératinocytes, les cellules de l’épiderme de la peau et de la cornée.

**Coupe de cornée de souris traitée en immunohistochimie avec un anticorps anti-kératine 12 (coloration brun-rouge). On observe l’expression de la kératine-12 dans les kératinocytes de la cornée (qui est un épiderme particulier). La kératine-12 est spécifique des kératinocytes de la cornée et n’est pas exprimée dans les kératinocytes de la peau. Source : https://www.abcam.com/keratin-12k12-antibody-epr17882-ab185627.html#lb

Certaines kératines sont attachées aux hémidesmosomes qui sont des structures à la base des cellules épithéliales qui les accrochent fermement à la lame basale.

*Structure des hémidesmosomes. A gauche, image en microscopie électronique à transmission de cellules épithéliales de trachées de souris avec les hémidesmosomes indiqués avec des flèches. A droite, schéma de la structure des hémidesmosomes à la jonction épiderme-derme. Sources : https://en.wikipedia.org/wiki/Hemidesmosome#/media/
File:Ultrastructure_of_tracheal_hemidesmosomes_in_mice.JPEG et http://biologiedelapeau.fr/spip.php?page=forum&id_article=47
*Expression de GFAP et de la vimentine, deux filaments intermédiaires dans un astrocyte en culture. Immunofluorescence avec un anticorps reconnaissant GFAP (rouge) qui est exprimé surtout dans les astrocytes (et aussi quelques autres types cellulaires) et un anticorps reconnaissant la vimentine qui est exprimé plus largement dans de nombreux types cellulaires. Source : https://en.wikipedia.org/wiki/Glial_fibrillary_acidic_protein#/media/File:Astrocyte5.jpg

Certains filaments intermédiaires sont nucléaires telles les lamines qui maintiennent la structure du noyau en formant un réseau sous la membrane interne nucléaire. Elles participent aussi à la liaison chromatine/membrane nucléaire. Les lamines sont phosphorylées par le complexe Cycline B/CDK1 (=MPF) lors de la prophase, ce qui aboutit au désassemblement de la membrane nucléaire nécessaire à la suite de la mitose. Le clivage des lamines par la caspase 6 participe à la désorganisation du noyau qui accompagne l’apoptose.

LA CARTE MENTALE :

DES MOTS CROISES POUR REVISER :

D’AUTRES RESSOURCES SUR LE SUJET :

Cours en ligne sur le cytosquelette (Université Bordeaux 1)

Site spécialisé sur la mécanobiologie (en anglais)

EN DIRECT DES LABOS :

Marie-Emilie Terret (Collège de France, Paris) sur le réseau particulier du cytosquelette dans les ovocytes

QUELQUES EQUIPES FRANCOPHONES QUI TRAVAILLENT SUR LE SUJET :

Dynamique du cytosquelette et motilité – I2BC, Université Paris-Saclay

LIEN VERS LE GLOSSAIRE