Exercices sur les étapes du développement, les inductions embryonnaires et la mise en place des axes de polarité

Niveaux de difficulté : * = embryon; ** = têtard; *** = mature

EXERCICE 1

Les temps depuis la première image sont indiqués (h:min:s). Source : https://journals.biologists.com/dev/article/149/17/dev200552/276567/Maternal-Wnt11b-regulates-cortical-rotation-during

*1.1 : Quel est l’organisme modèle utilisé et quelle(s) étape(s) du développement observe-t-on ? Quel pourrait être la taille correspondante à la barre d’échelle ? (estimation)

*1.2 : A quelle vue (axe) correspond la première photo ? Et la dernière ? De quel côté se déplace le blastopore ?

*1.3 : Comment s’appelle le mouvement qui provoque le changement de forme de l’embryon dans les dernières photos ?

EXERCICE 2

On étudie des embryons de souris knock-out pour une mutation d’une isoforme de PKA. On réalise des coupes d’embryons de souris sauvage (A) et mutante (B) à E6,5. ant = région antérieure; ect = ectoderme; end = endoderme; mes = mésoderme; post = région postérieure; ps = ligne primitive. Barres d’échelle = 50 micromètres. En C, on réalise une hybridation in situ sur un embryon sauvage (à gauche) ou mutant (à droite) avec une sonde reconnaissant l’ARNm de brachyury.

*2.1 : A E6,5, les embryons de souris sont-ils implantés dans l’utérus ?

*2.2 : A quelle étape du développement se trouve l’embryon de souris à E6,5 ?

*2.3 : Décrivez les coupes en A et B.

*2.4 : Quelles informations supplémentaires nous apporte la figure C ?

EXERCICE 3

On réalise chez la souris une mutation conditionnelle du récepteur alpha aux œstrogènes soit dans l’épithélium de l’oviducte (cKO), soit dans le mésenchyme de l’oviducte. (A) Après accouplement des souris femelles sauvages ou mutantes, on récupère les embryons soit à 0,5 dpc (jour après la copulation), soit à 1,5 dpc. (B-D) Quantifications de divers paramètres. Sperm = spermatozoïdes. (E) On réalise des fécondations in vitro avec des ensembles COC (c’est-à-dire ovocyte et cumulus oophorus) prélevés dans l’oviducte ou dans l’ovaire ou des COC prélevés dans l’oviducte dont on a enlevé le cumulus oophorus avant de faire la fécondation in vitro. (F-H) On cultive in vitro des zygotes prélevés dans l’oviducte ou produits par fécondation in vitro (FIV) à partir d’ovocytes prélevés dans l’oviducte ou dans l’ovaire jusqu’à différents stades (2 cellules, 4/8 cellules, morula/blastocyste). On compte les embryons obtenus et on exprime ce nombre en pourcentage des zygotes obtenus. Source : https://elifesciences.org/articles/10453

**3.1 : Comment peut-on réaliser une mutation conditionnelle du récepteur alpha aux œstrogènes soit dans l’épithélium de l’oviducte (cKO), soit dans le mésenchyme de l’oviducte ?

*3.2 A quoi voit-on qu’il y a bien eu fécondation à 0,5 dpc?

*3.3 Quel est le phénotype obtenu en A chez les mutants ?

*3.4 Que nous apprennent les figures C et D ?

**3.5 Que nous apporte comme informations la figure E ?

**3.6 Quelles conclusions peut-on tirer des données des figures F à H ?

EXERCICE 4

(A) Des embryons de xénope sont injectés au stade 2 cellules dans un des blastomères avec un ARNm codant une forme dominante négative de la E3 ubiquitine ligase Cullin1. On laisse les embryons se développer jusqu’au stade bourgeon caudal et on fait des coupes transversales. Une hybridation in situ est réalisée avec une sonde reconnaissant l’ARNm de la N-tubuline qui est exprimée dans les neurones différenciés. Deux coupes sont présentées, à des niveaux différents sur l’axe antéro-postérieur (la coupe à droite est dans une région habituellement moins pigmentée). La flèche indique le côté injecté. (B) Des extraits protéiques sont réalisés à partir des embryons injectés avec deux doses d’ARNm du dominant-négatif de Cullin1 (Cul1-C75) ou à partir d’embryons non injectés et soumis à une analyse western-blot avec l’anticorps de la beta-caténine ou de la tubuline-alpha. Source : https://journals.biologists.com/dev/article/133/3/559/43500/A-dominant-negative-form-of-the-E3-ubiquitin

*4.1 Qu’est-ce qu’un dominant-négatif ?

*4.2 Qu’observe-t-on sur les coupes transversales ? Proposez des hypothèses pour expliquer le phénotype.

**4.3 Proposez des expériences pour valider ou invalider vos hypothèses.

*4.4 Que nous apprend le western-blot ? Quel pourrait être la fonction de Cullin1 ?

**4.5 A l’aide de vos connaissances, essayez de trouver un scénario pour expliquer le phénotype.

**4.6 Sachant qu’il y a un effet sur la β-caténine qui est essentielle dès le développement précoce du xénope, pourquoi l’effet du dominant-négatif n’est pas plus massif ?

EXERCICE 5

(A-F) Coupes transversales d’embryons de poulet à E4.5 à la suite d’électroporations (Ep) in ovo de GFP-ADN (vert) aux stades indiqués (ss = nombre de somites). Une immunofluorescence avec l’anticorps HNK1 (qui reconnaît notamment les cellules de crêtes neurales) est réalisée (rouge). Les pointes de flèches représentent les mélanoblastes et les petites flèches dans A et B pointent vers les cellules le long des racines ventrales. Ao, aorte ; DRG, ganglions de la racine dorsale ; M, mélanocytes ; No, notocorde ; NT, tube neural ; SG, ganglion sympathique ; VR, racine ventrale. Barre d’échelle : 100 µm. Source : https://journals.biologists.com/dev/article/137/4/585/44210/Evidence-for-a-dynamic-spatiotemporal-fate-map-and

**5.1 Combien de temps de développement sépare les embryons de 27 somites et de 30 somites ?

*5.2 Présentez la technique d’électroporation in ovo.

*5.3 De manière globale, quelles sont les cellules qui ont été électroporées ?

*5.4 Comparez les résultats des différentes électroporations réalisées à différents stades et tirez des conclusions concernant le développement des cellules de crêtes neurales.

EXERCICE 6

Trim36 est une protéine présente dans l’ovocyte et le zygote. Des morpholinos (MO) ciblant l’ARNm de Trim36 ont été injectés dans des ovocytes de xénope. Les ovocytes ont ensuite été fécondés in vitro et on laisse développer les embryons (B, D, F, H) en parallèle avec des embryons issus d’ovocytes injectés avec un MO contrôle (A, C, E, G). On réalise une hybridation in situ au stade 12 avec des sondes eomesodermin (eomes) [eomesodermine marque à ce stade le mésoderme], myod et au stade 9,5 avec une sonde Xnr3 (nr3). A-D : vues dorsales. E, F : vue du pôle végétatif, le côté dorsal est vers le haut. G, H : Immunohistochimie anti-beta-caténine d’embryons au stade 8 vue du pôle animal. Le côté dorsal est à droite. Source : https://journals.biologists.com/dev/article/136/18/3057/65351/Vegetally-localized-Xenopus-trim36-regulates

*6.1 Analysez et interprétez les résultats de l’étude de l’expression de eomes et myod dans les embryons issus d’ovocytes déplétés en Trim36.

**6.2 Analysez les résultats concernant l’expression de Xnr3 et précisez en quoi ils sont liés aux résultats de la question précédente.

*6.3 Analysez et interprétez les résultats de l’immunohistochimie anti-beta-caténine. Proposez des hypothèses concernant le rôle de Trim36.

Immunofluorescence avec des anticorps anti-tubuline 80 minutes après la fécondation de zygote issus d’ovocytes contrôles (A) et d’ovocytes injectés avec MO anti-Trim36 (B). Vue du pôle végétatif. Source : https://journals.biologists.com/dev/article/136/18/3057/65351/Vegetally-localized-Xenopus-trim36-regulates

*6.4 Pourquoi cette observation est-elle faite 80 minutes après la fécondation ?

*6.5 Qu’observez vous et comment cela est-il lié aux résultats des questions précédentes ?

**6.6 Proposez une expérience qui pourrait sauver le phénotype des embryons (en dehors d’injecter une forme de l’ARNm Trim36 insensible au MO)

EXERCICE 7

Deux cellules ventrales ou dorsales ont été injectées à l’équateur d’embryons de xénope de stade 4 cellules avec 0,75 ng par blastomère d’ARNm qui code la protéine GBP, et on a laissé les embryons se développer pendant 3 jours. Des embryons représentatifs injectés par voie dorsale (embryon du haut) et injectés par voie ventrale (embryon du bas) sont présentés.

**7.1 Comment peut-on reconnaître sur des embryons de xénope au stade 4 cellules, les cellules ventrales et les cellules dorsales ?

*7.2 Analysez et interprétez ces résultats. Quel autre ARNm codant une autre protéine pourrait donner le même résultat après une injection similaire ?

(B) Des ovocytes fécondés de xénope ont été irradiés aux UV dans les 40 minutes suivant la fécondation. Au stade 2 ou 4 cellules, une cellule a été injectée avec l’ARNm codant GBP aux doses indiquées. Les embryons témoins UV n’ont pas été injectés. L’indice dorsoantérieur (DAI) des embryons a été noté après 3 jours, et le DAI moyen de chaque échantillon est indiqué, avec la taille de l’échantillon indiquée ci-dessus. Les embryons avec un DAI de 0 n’ont aucune structure dorsale et ceux avec un DAI de 5 sont normaux. (C) Des ovocytes fécondés de xénope ont été irradiés aux UV dans les 40 minutes suivant la fécondation. Au stade 2 ou 4 cellules, une cellule a été injectée avec 2 ng d’ARNm codant XGSK-3 tagué myc ou 1 ng d’ARNm codant GBP, seuls ou en combinaison, comme indiqué, et le DAI a été évaluée après 3 jours. Les embryons témoins UV n’ont pas été injectés. Source : https://www.cell.com/cell/fulltext/S0092-8674(00)81208-8

*7.3 Que provoque l’irradiation aux UV ?

*7.4 Analysez et interprétez l’expérience en B.

*7.5 Quelles informations supplémentaires nous apporte l’expérience C ? Posez des hypothèses sur l’action de GBP.

**7.6 Des fonctions similaires à quelle autre protéine GBP pourrait-elle avoir ?

EXERCICE 8

(A-C) On réalise des coupes sagittales dans un embryon de xénope aux stades indiqués et on les observe. (D-F) On isole l’endoderme et le mésoderme de la calotte animale (ectoderme) d’embryons de stade 10 et on cultive les explants pendant des durées équivalentes permettant d’obtenir les stades en B et C. Source : https://journals.biologists.com/dev/article/126/16/3703/76494/Vegetal-rotation-a-new-gastrulation-movement

*8.1 Qu’indique bc sur la légende de la figure A ? Et qu’indique la pointe de flèche blanche en B et C ?

*8.2 Analysez et interprétez les résultats de l’expérience.

EXERCICE 9

On cultive des agrégats constitués de cellules de la calotte animale de xénope avec des cellules de l’hémisphère végétatif de blastula de xénope. Quelques jours plus tard, on extrait les ARN de ces agrégats et on effectue une analyse par RT-PCR avec des amorces reconnaissant les séquences codantes l’actine musculaire ou l’actine du cytosquelette général. Control cap : calotte animale cultivée seule. On déplète les ARNm VegT maternel des embryons sur lesquels on prélève les cellules de l’hémisphère végétatif (ΔVegT, puits 5) et on réinjecte dans certains cas des ARNm de Bix4 (un gène activé par VegT, puits 6) ou de VegT (puits 7). Source : https://journals.biologists.com/dev/article/126/19/4193/40422/Bix4-is-activated-directly-by-VegT-and-mediates

*9.1 Comparez le résultat avec la calotte animale seule et lorsque la calotte animale est associée aux cellules de l’hémisphère végétatif (Con/Con). Expliquez ce qu’il s’est passé dans les agrégats.

*9.2 Que nous apprend sur VegT l’expérience dont le résultat est présenté dans le puits 5 ?

*9.3 Analysez et interprétez le rôle de Bix4.

EXERCICE 10

On inhibe l’expression de Wnt11 dans des embryons précoces de xénope avec des injections d’ARN anti-sens (Wnt11-). Il y a co-injection de l’ARNm codant Wnt11 ou de LRP6 (qui est une protéine transmembranaire). La morphologie des embryons est observée en A au stade neurula et l’expression de gènes cibles connus de la voie canonique Wnt/β-caténine siamois et Xnr3 est étudiée par RT-qPCR. En C et D, on injecte des ARN anti-sens inhibant l’expression de LRP6 et certains de ces embryons sont co-injectés avec des ARNm permettant de surexprimer Wnt11. Les embryons sont observés au stade bourgeon caudal. En D, les résultats sont montrés pour deux séries d’expériences indépendantes. Source : https://journals.biologists.com/dev/article/134/3/503/53002/Wnt11-catenin-signaling-in-both-oocytes-and-early

*10.1 Quel est le phénotype des embryons où Wnt11 n’est pas produit ? Quel est l’intérêt de faire les co-injections de l’ARNm de Wnt1 avec l’ARN anti-sens Wnt11 ?

*10.2 Analysez et interprétez les résultats obtenus avec l’injection de l’ARNm de LRP6.

*10.3 Analysez et interprétez les résultats obtenus en C et D.

**10.4 Proposez un modèle pour expliquer les résultats.

EXERCICE 11

(A) On injecte des zygotes de poisson-zèbre avec un ARNm qui code une protéine Bif1 dont on souhaite connaître la fonction. 24 heures après l’injection, on observe la morphologie des embryons et on les classe (C1 à C5) avec des degrés d’anomalie croissants. (B) Quantification des expériences en A avec le même code couleur (et noir= embryon normal). On effectue des expériences supplémentaires avec des injections d’ARNm codant Bmp2b co-injectés ou non avec des ARNm codant Bif1. On utilise un même code de l’intensité de couleur mais en rouge correspondant à une ventralisation de plus en plus importante. Source : https://journals.biologists.com/dev/article/146/6/dev164103/49053

*11.1 Quelles sont les malformations observées en A ? Comment les interpréter ?

*11.2 Quelles informations supplémentaires nous apporte l’expérience avec l’injection d’ARNm codant Bmp2b co-injectés ou non avec des ARNm codant Bif1 ?

On réalise des extraits protéiques à partir d’embryons de poisson zèbre qui ont été injectés ou pas (NI) avec l’ARNm codant Bif1. Un western-blot est réalisé avec un anticorps anti-phosphoSmad1/5/8, un anticorps ant-Smad1/5/8 et un anticorps anti-actine. Une quantification est réalisée et les résultats du NI sont normalisés à 1. Source : https://journals.biologists.com/dev/article/146/6/dev164103/49053

*11.3 Analysez et interprétez les résultats de cette expérience.

EXERCICE 12

On dispose d’embryons de poisson-zèbre sauvage (wild-type), traités avec des morpholinos qui inhibent l’expression du facteur de transcription foxh1 (foxh1 MO), de mutants perte-de-fonction pour le gène eomesa (MZeomesa) ou pour le gène oep (MZoep), et de gain-de-fonction par injection d’ARNm de foxh1 et de combinaisons entre ces cas. On réalise juste avant la gastrulation des hybridations in situ avec des sondes reconnaissant les ARNm de ntla (marqueur de mésoderme), de sox32 (marqueur d’endoderme) et de gsc (ou goosecoid). Les vues ont été prises par le pôle animal. Le côté « dorsal » est à droite. Source : https://bmcbiol.biomedcentral.com/articles/10.1186/s12915-014-0081-5

*12.1 D’après les images et vos connaissances, dans quelle région est exprimée gsc ?

*12.2 Décrivez les effets des pertes-de-fonction de foxh1 et de eomesa.

*12.3 Que nous apprend la double perte-de-fonction foxh1 et eomesa ?

*12.4 Analysez et interprétez les résultats des injections d’ARNm de foxh1 dans un contexte sauvage ou mutant pour eomesa.

REPONSES

1.1 : Il s’agit d’un embryon d’Amphibien, sans doute un embryon de xénope. L’observation du blastopore indique que l’on observe la gastrulation et plus précisément sa partie terminale puisque le blastopore est déjà circulaire à la première image. A la dernière image, on voit l’embryon s’allonger selon un axe et la partie dorsale s’aplatir : on est au début de la neurulation. Un embryon de xénope fait à peu près 1 mm de diamètre donc la barre d’échelle doit correspondre à 500 µm. 1.2 : Il s’agit d’une vue du pôle végétatif sur la première photo (les macromères végétatifs forment le bouchon vitellin). Sur la dernière, on est en vue dorsale. Le blastopore se déplace du côté postérieur (il va former l’anus, on est chez un Deutérostomien). 1.3 : Des mouvements de convergence-extension.

2.1 : Oui, l’implantation a eu lieu à E4,75. 2.2 : Au début de la gastrulation. 2.3 : L’embryon muté est plus élargi que l’embryon sauvage avec les cellules du mésoderme qui sont moins jointives et qui forment un tissu plus lâche, voire lacunaire par endroit. L’endoderme est plus fin et discontinu. Une ligne primitive se forme tout de même dans la région postérieure et semble normale en comparaison avec l’embryon sauvage. 2.4 : En terme de morphologie générale, les différences se creusent entre le mutant et le sauvage à E8,5 par rapport à E6,5 avec l’embryon mutant qui est nettement plus petit ce qui n’était pas le cas deux jours auparavant. Brachyury est exprimé dans le mésoderme à ce stade et on constate que son expression est très faible chez le mutant, ce qui suggère un défaut majeur touchant les cellules du mésoderme, soit de détermination, soit de survie.

3.1 : On peut utiliser le système Cre-Lox avec la Cre sous le contrôle d’un promoteur spécifique de l’épithélium de l’oviducte ou spécifique du mésenchyme de l’oviducte et le gène codant le récepteur flanqué de deux séquences LoxP. 3.2 : Sur certains embryons, on voit clairement deux globules polaires. Le deuxième globule polaire n’est émis que juste après la fécondation, l’activation de l’ovocyte par l’entrée du spermatozoïde débloquant la méiose bloquée en métaphase II. 3.3 : Alors que les embryons semblent normaux à 0,5 dpc, les embryons portés par les mères cKO sont en train de dégénérer. 3.4 : Alors qu’il n’y a pas de différences de nombre d’ovocytes ovulés entre le sauvage et le mutant, le nombre de spermatozoïdes est très bas chez le mutant dans les différentes régions de l’oviducte. Le récepteur alpha aux œstrogènes est nécessaire dans l’épithélium de l’oviducte pour que les spermatozoïdes puissent y entrer ou y survivre. Ce n’est pas un problème de chemoattraction envers les ovocytes puisque ceux-ci sont présents en quantité normale. 3.5 Les COC prélevés dans les oviductes ne sont pas aussi aptes à être fécondés s’ils proviennent du mutant par rapport à s’ils proviennent du sauvage. Cela est dû à un défaut dans les cellules du cumulus oophorus car si on les enlève, le taux de fécondation redevient le même que chez le sauvage. Les COC provenant de l’ovaire se comportent normalement même en provenance du mutant. L’expression du récepteur alpha aux œstrogènes dans l’épithélium de l’oviducte est nécessaire pour que les cellules du cumulus oophorus soient pleinement fonctionnels. 3.6 Même dans des conditions de culture in vitro, les embryons issus de zygotes prélevés chez les mères mutantes ont une mortalité importante avec 2 paliers de mortalité : entre le zygote et le stade 2 cellules, et entre le stade 4/8 cellules et morula/blastocyste. Par contre, si on cultive des zygotes fécondés in vitro, on obtient des taux de survie normaux. On en conclut que la fonction du récepteur aux œstrogènes dans l’épithélium de l’oviducte est essentielle au moment de la fécondation via notamment une action sur les cellules du cumulus oophorus (voir les questions précédentes).

4.1 : Un dominant-négatif une protéine (ou un gène muté codant une protéine) qui non seulement est inactive mais aussi empêche les protéines normales d’agir. 4.2 : On observe nettement plus de cellules pigmentées (des mélanocytes) du côté injecté que du côté contrôle. Cela s’accompagne de la quasi-disparition de l’expression de la N-tubuline vue par hybridation in situ. Dans cette région, il est probable que les neurones soient des dérivés des cellules de crêtes neurales (CCN) tout comme les mélanocytes. L’expression du dominant-négatif de la Cullin1 a donc pu changer la détermination des dérivés des CCN, les faisant prendre un destin mélanocytaire plutôt que neuronal. On peut aussi imaginer que le dominant-négatif a fait proliférer les mélanocytes et a tué les neurones par apoptose. 4.3 : Il faudrait faire un marquage au BrdU (ou faire un immunomarquage Ki67) pour observer la prolifération et un marquage TUNEL pour observer l’apoptose. Pour l’hypothèse de la détermination, il faudrait faire des études in vitro sur des cultures de CCN isolées ou faire des études de marquage in vivo et suivre la destinée des cellules. 4.4 : La quantité de β-caténine est plus élevée en présence du dominant-négatif, ce qui veut dire que la Cullin1 inhibe l’expression de la β-caténine. Au vu de sa fonction d’E3 ubiquitine ligase, on peut supposer qu’elle ubiquitinyle la beta-caténine et provoque sa dégradation. 4.5 : La β-caténine intervient dans la voie Wnt canonique or cette voie est impliquée dans la détermination des CCN vers la voie mélanocytaire. Par conséquent, la moindre dégradation de la beta-caténine en présence du dominant-négatif pousse les CCN vers la voie mélanocytaire au détriment de la voie neuronale. 4.6 : Le dominant-négatif de la Cullin1 ne peut agir qu’en empêchant la fonction de la Cullin1. Si la Cullin1 n’est pas exprimée au cours du développement précoce du xénope, le dominant-négatif ne peut pas modifier quoi que ce soit au niveau d’expression de la β-caténine.

5.1 : Chez l’embryon de poulet, une paire de somites est générée toutes les 90 minutes donc les embryons à 30 somites sont (3x 1h30 =) 4h30 environ plus âgés que les embryons à 27 somites. 5.2 : On injecte une solution contenant un vecteur d’expression dans la lumière du tube neural puis on place 2 électrodes de part et d’autre de l’embryon. On fait passer de courts pulses de courant qui ouvrent les membranes et font rentrer l’ADN chargé négativement dans les cellules uniquement du côté de l’électrode positif (car l’ADN migre vers ce côté comme dans une électrophorèse). L’autre côté de l’embryon qui n’a pas reçu d’ADN sert de contrôle interne. 5.3 : Les cellules électroporées sont des cellules qui se trouvaient aux stades indiqués (15-25ss, 27ss…) d’un côté de la paroi du tube neural et à son sommet (qui correspond à l’ancienne bordure neurale). Certaines de ces cellules sont restées dans le tube neural, d’autres sont sorties du tube neural et expriment le marqueur HNK1, ce sont des cellules de crêtes neurales (CCN). 5.4 : Les CCN électroporées entre 15 et 25ss (c’est-à-dire marquées par la GFP depuis ce stade) donnent à E4,5, un ensemble assez large de dérivés : mélanoblastes, cellules du DRG, cellules de la racine ventrale, quelques cellules dans les ganglions sympathiques (GS). Les CCN marquées à 27 somites ne contribuent plus aux GS mais à tous les autres dérivés. A partir de 30 somites, les CCN marquées ne donnent plus que des mélanoblastes (quelques cellules dans les DRG à 30 somites mais nettement moins qu’à 27 somites). Quand on marque le tube neural au stade 40 somites, plus aucune CCN n’est produite. On en conclut qu’au cours du temps, la population de CCN dans le tube neural dorsal évolue et que globalement elle perd en multipotence pour devenir uniquement productrice de mélanoblastes aux stades tardifs. Notez qu’on raisonne sur une population et qu’on ne sait pas si même aux stades précoces, les CCN étaient chacune déjà unipotentes et que l’ensemble constituait un mélange hétérogène ou si les CCN étaient alors chacune multipotentes. L’émigration des CCN s’arrête entre les stades 40 et 44 somites.

6.1 : Chez les embryons affectés, eomes est exprimé mais plus faiblement que dans les embryons normaux. Il manque notamment une structure allongée dans le plan de symétrie bilatérale et c’est sans doute la corde (flèche noire). Le mésoderme paraxial et notamment les futurs muscles (myod) sont très affectés avec une expression très faible de myod. On en déduit que l’induction du mésoderme a eu lieu mais de manière nettement moins efficace qu’habituellement. 6.2 : On observe une expression très diminuée de Xnr3 dans les embryons issus des ovocytes sans Trim36. Xnr3 est exprimé dans la région dorsale par rapport au pôle végétatif et il donc il pourrait être exprimé dans le centre de Nieuwkoop et aussi dans l’organisateur de Spemann au vu de son extension dorsale. Les protéines Xnr sont impliqués dans l’induction de l’organisateur de Spemann et dans l’induction du mésoderme. C’est peut-être le défaut de Xnr3 qui est à l’origine des défauts mésodermiques (notamment dorsaux) observés à la question précédente. 6.3 : Dans l’embryon issu d’ovocytes normaux, on observe bien la β-caténine dans le noyau dans les cellules dorsales et cette localisation n’est plus présente (ou alors très faible) chez les embryons issus d’ovocytes sans Trim36. La localisation nucléaire de la β-caténine est essentielle pour la mise en place de l’organisateur de Spemann et les défauts observés sur des embryons plus âgés sont les conséquences de ce qui est observé ici. La localisation nucléaire de la β-caténine dépend du transport de Dishevelled au futur côté dorsal de l’embryon lors de la rotation corticale et on peut imaginer que Trim36 est nécessaire pour cet évènement. On peut aussi imaginer que Trim36 est nécessaire pour empêcher la dégradation de la β-caténine. 6.4 : La rotation corticale a lieu juste après (vers 1h30 après la fécondation pour des zygotes à température ambiante) et il s’agit d’observer les microtubules qui contrôlent la réalisation de cette rotation corticale. 6.5 : Dans les zygotes contrôles, les microtubules sont alignés selon une direction préférentielle alors que dans les zygotes sans Trim36 on ne voit pas clairement de microtubules bien organisés et si certains sont présents, ils ne sont pas alignés selon une direction préférentielle. Cela indique que la rotation corticale ne peut se réaliser normalement ce qui entraîne un défaut de transport de Dishevelled du côté dorsal et un défaut de localisation nucléaire de β-caténine. 6.6 : On pourrait injecter de la protéine Dishevelled du côté dorsal du l’embryon ou également de l’ARNm de la β-caténine du côté dorsal. Cette surexpression permet de compenser la forte dégradation de la β-caténine causée par GSK3 et de lui permettre de rentrer dans le noyau et d’activer la cascade d’évènements qui aboutit à la formation du centre de Nieuwkoop et de l’organisateur de Spemann.

7.1 : Le croissant gris se forme lors de la rotation corticale et il se trouve toujours du côté dorsal. Donc c’est grâce à la pigmentation qu’on peut reconnaître les différentes destinées régionales des cellules. 7.2 : L’embryon surexprimant GBP dorsalement semble donner un têtard normal. En revanche, l’embryon surexprimant GBP ventralement a un double axe dorsal avec une duplication des régions antérieures. Cela rappelle les injections ventrales d’ARNm de β-caténine ou de siamois. On peut imaginer que GBP est impliqué dans la même voie que ces deux protéines. 7.3 : L’irradiation aux UV désorganise le réseau de microtubules au pôle végétatif ce qui rend impossible la rotation corticale et donc la mise en place des axes de polarité. 7.4 : Comme prévu, l’irradiation aux UV provoque un indice DAI quasi-nul. De manière dose-dépendante, l’injection de l’ARNm de GBP permet de restaurer partiellement le phénotype normal (avec les doses utilisées, on n’arrive jamais à 5). Cela veut dire que GBP est suffisant pour compenser l’absence de rotation corticale. Il est probable qu’il se trouve en aval de la rotation corticale dans la cascade d’évènements aboutissant à la formation des axes de polarité. 7.5 : XGSK-3 s’oppose à l’action de GBP dans la compensation de l’absence de rotation corticale. XGSK-3 doit inhiber GBP ou alors la fonction de GBP est d’inhiber XGSK-3 mais l’injection d’ARNm de XGSK-3 rend impossible d’inhiber toute la quantité de XGSK-3 exprimée. Sachant que XGSK-3 est un inhibiteur de la β-caténine qui est indispensable pour la mise en place des axes, on peut imaginer que GBP fonctionne en inhibant XGSK-3 ce qui permet à la β-caténine de ne plus être dégradée et d’agir, ce qui peut parfaitement expliquer sa fonction de sauvetage des embryons sans rotation corticale. 7.6 : Dans l’hypothèse précédemment évoquée, GBP a une fonction similaire à Dishevelled.

8.1 : bc désigne le blastocoele et la pointe de flèche blanche indique le blastopore. 8.2 : On observe que le blastopore se forme même dans un explant sans ectoderme, et avec la même cinétique que sur un embryon entier ce qui montre que l’ectoderme n’est pas nécessaire pour la formation du blastopore.

9.1 : Alors que la calotte animale seule n’exprime pas d’actine musculaire (mais exprime bien l’isoforme de l’actine qu’on trouve dans tous types cellulaires), l’association avec les cellules de l’hémisphère végétatif provoque l’expression de l’actine musculaire. Les cellules de l’hémisphère végétatif sont des cellules endodermiques et donc on peut raisonnablement penser que ce sont les cellules de la calotte animale sous l’influence de signaux provenant des cellules endodermiques qui ont activé l’expression de l’actine musculaire car le muscle est un tissu mésodermique. Il s’agit ici de l’induction du mésoderme à partir de cellules ectodermiques sous l’influence de signaux provenant de l’endoderme. 9.2 : La déplétion du VegT d’origine maternel annule complètement l’activation de l’expression de l’actine musculaire dans les agrégats montrant que l’action de VegT est nécessaire pour l’induction du muscle (et sans doute de mésoderme, quelqu’il soit). 9.3 : Alors que la réexpression de VegT permet de sauver (au moins partiellement) l’activation de l’expression de l’actine musculaire (puits 7), l’expression de Bix4, pourtant un gène activé par VegT, ne suffit pas à sauver l’activation de l’expression de l’actine musculaire. On peut en déduire que Bix4 seul ne peut pas compenser l’absence de VegT et que sans doute d’autres cibles sont impliqués dans l’induction du mésoderme.

10.1 : Les embryons sans Wnt11 présentent une importante malformation. On ne distingue pas la formation claire de bourrelets neuraux alors qu’on est au stade neurula. Les embryons n’activent pas l’expression des cibles de la voie Wnt/β-caténine siamois et Xnr3, indiquant qu’aucun autre ligand Wnt n’a pu le remplacer dans cette fonction. L’injection des ARNm Wnt11 restaure plus ou moins bien le phénotype normal (plutôt bien pour l’embryon de gauche, moins bien pour celui de droite) et rétablit l’expression de siamois et de Xnr3. Cette expérience démontre que les ARN antisens ont bien eu une action spécifique (pas sur un autre gène Wnt par exemple) et qu’il n’ont pas induit de toxicité non lié à sa fonction. 10.2 : La surexpression de LRP6 (avec 75 pg d’ARNm) compense partiellement l’absence de Wnt11 en terme de morphologie (notamment sur l’embryon de droite où on observe des bourrelets neuraux). L’expression de siamois et de Xnr3 sont sauvés. Avec l’injection de 300 pg d’ARNm de LRP6, les embryons sont malformés et siamois et Xnr3 sont surexprimés, indiquant sans doute une hyperdorsalisation. 10.3 : La perte de LRP6 aboutit à une perte de la mise en place des axes de l’embryon et à une inhibition de l’expression de siamois et Xnr3. Ces défauts ne sont pas corrigés par la surexpression de Wnt11 montrant que Wnt11 a besoin de LRP6 pour pouvoir agir. 10.4 : Les expériences montrent que LRP6 est en aval de Wnt11 (si Wnt11 n’est pas là, LRP6 peut compenser mais l’inverse n’est pas vrai). Sachant que LRP6 est une protéine transmembranaire on peut émettre l’hypothèse que c’est un co-récepteur qui participe à l’activation de la voie Wnt/β-caténine.

11.1 : On observe une régression de l’axe antéro-postérieur de l’embryon et l’axe dorso-ventral semble lui aussi perturbé dans les situations C4 et C5. La structure céphalique y est particulièrement grosse ce qui fait penser à une dorsalisation/antériorisation. Le vitellus ne semble pas affecté. La surexpression de Bif1 a induit une mauvaise mise en place des axes de polarité. 11.2 : Comme prévu la surexpression de BMP2b provoque une ventralisation. La surexpression concomitante de Bif1 est capable de compenser plus ou moins totalement l’effet d’une quantité plus importante de BMP2b. Bif1 s’oppose aux effets des BMP, soit directement (en inhibant une des composantes de la voie), soit indirectement. Cela expliquerait pourquoi une surexpression de Bif1 aboutit à une dorsalisation puisque l’inhibition des BMP a cet effet. 11.3 : On observe une baisse de la phosphorylation de Smad1/5/8 alors que la quantité totale de ces protéines n’est pas modifiée. Bif1 est ainsi suffisante pour inhiber la voie de signalisation BMP et elle agit en amont de l’étape de la phosphorylation de Smad1/5/8. Cet effet explique ce qui a été observé dans l’expérience précédente.

12.1 : Sur les images, on observe que gsc est exprimé dans un côté du mésoderme (co-localisation avec une partie du marquage de ntla), le côté dorsal. D’après vos connaissances, vous devez savoir que gsc est exprimé dans l’organisateur de Spemann. 12.2 : La perte de fonction de foxh1 diminue la taille de l’organisateur de Spemann mais n’affecte pas de manière générale le mésoderme et l’endoderme. La perte-de-fonction d’eomesa perturbe fortement la formation de l’endoderme qui est réduit à sa portion dorsale. En ce qui concerne, le mésoderme (et notamment l’organisateur de Spemann), son étendue semble moins délimitée. 12.3 : Sans foxh1, ni eomesa, il n’y a pas d’endoderme et très peu de mésoderme avec disparition totale de l’organisateur de Spemann. En combinant ces résultats aux simples pertes-de-fonction, on en conclut que l’expression d’eomesa est nécessaire pour compenser l’absence de foxh1 lors de la formation du mésoderme (compensation cependant partielle pour l’organisateur de Spemann) et que l’expression de foxh1 est nécessaire pour compenser l’absence de eomesa lors de la formation de l’endoderme. 12.4 : Le gain-de-fonction de foxh1 étend l’organisateur de Spemann, démontrant que l’expression de foxh1 est suffisante pour cette fonction (dans une région précise néanmoins, donc d’autres facteurs doivent intervenir). Cette fonction est indépendante de l’expression d’eomesa car la perte de fonction d’eomesa ne perturbe pas cette extension. En comparant avec la perte-de-fonction d’eomesa seul, la surexpression de foxh1 fait plus que compenser le phénotype de réduction de l’organisateur de Spemann. Le gain-de-fonction de foxh1 ne semble pas affecter le développement de l’endoderme (peut-être un léger renforcement dorsal). La surexpression de foxh1 compense en partie la diminution de la taille de l’endoderme du mutant eomesa. On peut émettre l’hypothèse que foxh1 agit en partie en aval de eomesa ou alors agit via une voie indépendante sur les mêmes gènes cibles.