Le destin des cellules et les réseaux de régulation génique

Par Patrick Pla, Université Paris-Saclay

**Un exemple de réseau de régulation génique (ici les gènes en aval de Pax3 et Zic1 qui spécifient les cellules de crêtes neurales). Les traits pleins indiquent les régulations directes prouvées; les pointillés indiquent les régulations directes supposées mais non prouvées. Notez les rétroactions (par exemple : l’expression de Gbx2 activée par Pax3 qui agit sur la transcription de Pax3 et l’augmente) ou les voies parallèles redondantes (par exemple : Pax3 qui active l’expression de Snail2 et de Tfap2e et Tfap2e qui active aussi l’expression de Snail2). Source : Pla et Monsoro-Burq, 2018

Le zygote donne, par définition, naissance à l’ensemble des cellules d’un embryon (et même dans certains cas à ses annexes embryonnaires). Il est considéré comme totipotent. Au fur et à mesure que les étapes du développement se déroulent, les cellules sont progressivement déterminées : même isolées de l’embryon ou déplacées dans l’embryon, elles finissent par donner les mêmes cellules différenciées que si on les avait laissées à leur place. Un programme génétique menant à la différenciation a été sélectionné de manière irréversible.

Les cellules embryonnaires passent donc par une étape pluripotente (capables de donner tous les types cellulaires appartenant aux 3 feuillets sauf quelques types) puis multipotente (capables de donner un grand nombre de types cellulaires restreints à un ou deux feuillets) avant de voir leurs potentialités se restreindre encore plus. Une représentation visuelle de ce processus est apportée par le paysage de Waddington, dans lequel la trajectoire de différenciation d’une cellule est conçue comme une boule roulant dans un paysage de vallées en bifurcation (Waddington, 1957). Dans cette représentation, le paysage est façonné par les réseaux de régulation génétique avec les vallées représentant les destins cellulaires. Les signaux de développement attribuent l’identité cellulaire en déterminant la vallée dans laquelle une cellule pénètre.

*Le paysage épigénétique de Waddington est une métaphore de la façon dont la régulation génique module le développement. Waddington nous demande d’imaginer un certain nombre de billes dévalant une colline. Les billes parcourent les rainures sur la pente et s’immobilisent aux points les plus bas : l’état de différenciation final. Ces points représentent le destin final des cellules, c’est-à-dire les types de tissus.

Comment cette restriction progressive du destin des cellules est-elle contrôlée ?

Source : https://www.univ-rennes1.fr/actualites/27062017/conference-de-sir-john-gurdon-prix-nobel-de-physiologie-ou-medecine-2012

Comme le démontre l’expérience de clonage de John Gurdon réalisée en 1962 (Prix Nobel en 2012), le développement embryonnaire et la différenciation cellulaire n’entraînent pas de pertes quantitatives d’information génétique. En effet, l’ADN d’une cellule différenciée donnée peut diriger le développement de centaines de types cellulaires différents. Cela ne se fait pas sans difficultés : la plupart des clones ne se développent pas complètement (moins de 2% sont arrivés à l’âge adulte) mais l’important est que cela est possible.

Des équivalents de cette expérience de clonage ont été réalisés chez les Mammifères, d’abord chez la brebis en 1996 (brebis Dolly, seule survivante parmi les 434 essais de clonage réalisé par l’écossais Ian Wilmut) puis chez la souris en 1997. En 2003, une mule qui est un animal stérile a été cloné (Woods et al., 2003).

Même le noyau d’une cellule différenciée, remis dans un contexte adéquat (ici l’ovocyte) peut donc se révéler être totipotent. Au cours du développement embryonnaire, tout dépend donc de la manière dont les gènes sont exprimés. Le destin des cellules dépend ainsi de la cascade de régulations géniques qui démarre quelquefois avant même la fécondation (au cours de l’ovogenèse pour les gènes dits à effet maternel) et qui se poursuit tout au long du développement.

*Différenciation des programmes génétiques des cellules au cours de l’embryogenèse du poisson zèbre. Des transcriptomes de cellules uniques ont été générés à partir d’embryons de poisson zèbre à 12 stades de développement (dont six sont illustrés en bas). Les trajectoires transcriptionnelles qui décrivent la spécification du destin de 25 types de cellules ont été reconstruites à partir des données. La spécification moléculaire est visualisée dans un espace dans lequel chaque cellule est représentée par un point (coloré par stade de développement), allant des cellules pluripotentes (en bas au centre) vers 25 types cellulaires distincts. Source : https://www.science.org/doi/10.1126/science.aar3131#Fa

Les embryons sont caractérisés par des schémas de différenciation cellulaire très organisés et reproductibles. Par exemple, on peut observer les limites nettes de l’expression des gènes dans de nombreux tissus en développement. Ces limites définissent des territoires bien précis qui se développent souvent en des structures différentes. Les devenirs cellulaires sont déterminés par des réseaux de régulation de gènes (RRG), coordonnés dans l’espace par des signaux sécrétés (Davidson, 2010). Il s’agit de comprendre comment la précision des destins cellulaires est obtenue malgré le « bruit de fond » biologique et les fluctuations stochastiques de la régulation de l’expression des gènes (Raser et O’Shea, 2005). Ces fluctuations peuvent d’ailleurs être nécessaires pour la mise en place de la répartition de certains types cellulaires au sein d’un tissu (Meyer et al., 2017).

Une vision moderne consiste à utiliser la théorie des systèmes dynamiques et à considérer les vallées de Waddington comme des états attracteurs du RRG (Enver et al., 2009; Balázsi et al., 2011). De ce point de vue, les cellules ne sont pas déterminées de manière linéaire dans le temps mais peuvent osciller temporairement entre un ou plusieurs états. Elles peuvent être chassées d’une vallée vers un attracteur adjacent, produisant ainsi un changement d’identité, non seulement par des signaux de développement mais également par les fluctuations naturelles de l’expression génétique. Ces fluctuations sont ensuite stabilisées, ce qui scelle le destin des cellules.

Comment les fluctuations sont-elles tamponnées dans les populations de cellules en développement pour garantir que les signaux de développement génèrent des patrons d’expression génique précis et reproductibles ? Pour les gènes individuels, l’activité des éléments régulateurs redondants, l’architecture tridimensionnelle du génome, la présence d’allèles multiples ont été proposés pour amortir les fluctuations et augmenter le robustesse de l’expression des gènes (Frankel et al., 2010; Lagha et al., 2012; Little et al., 2013; Tsai et al., 2019). Au niveau du tissu, les mécanismes de régulation de la forme, de la pente ou de la variation des gradients des morphogènes ont été explorés et leurs effets sur la précision de l’expression des gènes détaillés (Sokolowski et al., 2012; Zagorski et al., 2017). Plusieurs mécanismes, parmi lesquels l’adhérence différentielle, les barrières mécaniques et la signalisation juxtacrine, ont été proposés pour corriger les anomalies et améliorer la précision, une fois la structuration tissulaire initiée (Dahmann et al., 2011; Addison et al., 2018).

Dans les premières étapes de l’auto-organisation, il est nécessaire d’établir une asymétrie et, par conséquent, une rupture initiale de la symétrie de la population est requise. La rupture de symétrie peut être induite par des fluctuations aléatoires de l’expression des gènes ou par des facteurs externes qui induisent une population hétérogène. Chez le xénope, la rupture de la symétrie est provoquée par la localisation de l’entrée du spermatozoïde. Le centriole qu’il apporte réorganise le cytosquelette ce qui provoque la rotation corticale. Des déterminants dits « dorsaux » (ARNm et protéines) se retrouvent d’un côté de l’embryon et absents de l’autre. La cascade de régulation génique déclenchée par ces déterminants sera différente de celle déclenchée de l’autre côté, le futur côté ventral.

Dans les embryons de mammifères, la symétrie est rompue lors de la ségrégation de la première lignée, au cours de laquelle le trophectoderme et la masse cellulaire interne (MCI) sont établis. La signalisation Yap1 est importante dans ce contexte : elle est active dans les cellules externes de l’embryon, en initiant la transcription de Cdx2 nécessaire à la formation du trophectoderme (Anani et al., 2014 ; Maître et al., 2016).

**YAP dans le contrôle des décisions de devenir cellulaire : la détermination du trophectoderme et de la masse cellulaire interne chez la souris (A, A’) Représentation schématique d’un blastocyste de souris. Les cellules du trophectoderme (TE) sont représentées en orange et les cellules de la masse cellulaire interne (MCI) en bleu. (A’) Grossissement de la région encadrée en (A). RBPJ (voie Notch) et YAP-TEAD se lient à l’enhancer de Cdx2 et déterminent le destin du trophectoderme. Source : https://www.frontiersin.org/articles/10.3389/fcell.2021.711531/full

**Séquence du TEE (TrophEctoderm Enhancer) qui contrôle l’expression de Cdx2 dans le trophectoderme. Il se trouve 5,6 kb en amont du site de début de la transcription du gène Cdx2. Les sites de fixation de (YAP-)Tead et (Notch-)Rbpj sont indiqués. Source : https://www.nature.com/articles/srep46135

La voie Hippo, qui comprend Yap1, est importante dans l’adhésion et la polarité cellulaires et est activée par mécanotransduction. La position périphérique des cellules du trophectoderme provoque sans doute des tensions mécaniques à l’origine de l’activation de Yap1.

Suivant la spécification de la masse cellulaire interne (MCI), une autre subdivision se produit en son sein : en épiblaste et endoderme primitif.

Etudions comment se passe la répartition entre ces deux destinées dans la MCI. A E3,25 jours de développement, toutes les cellules de la MCI expriment uniformément les facteurs de transcriptions épiblastiques Sox2, Oct4 et Nanog, ainsi que le facteur de transcription qui sera crucial pour le développement de l’endoderme primitif GATA6 (Dietrich et Hiiragi, 2007 ; Plusa et al., 2008). A E3.5 jours de développement, la MCI perd son uniformité et commence à présenter une distribution poivre-et-sel de cellules exprimant soit Nanog soit GATA6. A E4.5 jours, les deux lignées sont établies, spécifiées. Les cellules de l’endoderme primitif se séparent pour former une couche épithéliale entourant l’épiblaste pluripotent. Les cellules exprimant GATA6, et ensuite ses cibles Sox17 et GATA4, activent un réseau transcriptionnel favorisant l’engagement dans le lignage de l’endoderme primitif (Artus et al., 2011 ; Bessonnard et al., 2014 ; Koutsourakis et al., 1999 ; Morrisey et al., 1998; Schrode et al., 2014). Cependant, ces précurseurs peuvent encore changer et devenir des cellules épiblastiques si le ratio des cellules épiblaste/endoderme primitif est affecté (Saiz et al., 2020; Yamanaka et al., 2010), indiquant que les cellules à ce stade ont un encore un comportement plastique et pas complètement engagé. Cette adaptabilité est perdue dans le blastocyste tardif (E5) suggérant que les destins de l’endoderme primitif et de l’épiblaste sont irréversiblement engagés à ce stade (Grabarek et al., 2012; Yamanaka et al., 2010).

Pour caractériser l’état plastique des cellules de la MCI bipotentes, des cellules ES portant un transgène GATA6 inductible (les cellules ES n’expriment pas naturellement GATA6) ont été caractérisées. Dans un premier temps, GATA6 ne réprime pas l’expression de Nanog. Au cours de cette étape de coexpression, GATA6 lie des éléments de régulation (CRE) dans les promoteurs et les enhancers des gènes typiques de l’endoderme primitif et fonctionne comme un facteur de transcription pionnier pour les rendre accessibles pour une activation transcriptionnelle plus forte ultérieurement. Simultanément, GATA6 se lie à une fraction étonnamment grande des promoteurs contrôlant les gènes typiquement épiblastiques, conduisant à une co-occupation avec les facteurs de transcription de pluripotence, Nanog et Sox2. Dans un deuxième temps, si on oriente les cellules vers un destin d’endoderme primitif, GATA6 provoque l’éviction de Nanog et Sox2. Cet exemple montre comment la détermination des cellules se fait progressivement avec les mécanismes moléculaires associés.

Qu’est-ce qui provoque la relative irréversibilité d’une différenciation ? Les analyses épigénomiques de la différenciation dans les différents lignages à partir des cellules pluripotentes (ES ou iPS) mettent en évidence un programme dans lequel des facteurs de transcription spécifiques à la lignée sont induits puis renforcés avec en parallèle une répression de l’expression des gènes de pluripotence (Gifford et al., 2013, Suelves et al., 2016). La structuration des RRG permet une progression dans la détermination vers la différenciation avec différentes modalités.

*Différentes organisations hiérarchiques des réseaux de régulation génique lors de la progression vers la différenciation. Un « gène maître » dans la détermination d’un lignage peut soit induire une cascade avec une succession d’activation de gènes (C), soit lui-même activer plusieurs gènes (B). Une combinaison des deux cas précédents est fréquente et permet un renforcement tout en assurant une progression du programme génétique (A). Source : https://journals.biologists.com/dev/article/132/12/2685/42910/The-circuitry-of-a-master-switch-Myod-and-the

La détermination des destins cellulaires dépend d’une intégration de voies de signalisation pour activer l’expression de gènes clés. Par exemple, lors de la détermination de cellules pluripotentes iPS ou ES en précurseus méso-endodermiques, il faut d’abord faire agir la voie Wnt (processus de « priming ») et ensuite la voie activine/Nodal pour obtenir le rendement le plus élevé d’activation de l’expression du gène EOMES (Yoney et al., 2022).

**Combinaison d’action de deux voies de signalisation pour déterminer des cellules pluripotentes en précurseurs méso-endodermiques. Des cellules ES pluripotentes humaines sont soumis à divers protocoles dans le but de les déterminer en précurseurs méso-endodermiques (ME). L’activine (équivalent de Nodal) qui active Smad2/3 n’est pas suffisante pour activer le gène de détermination EOMES. La voie Wnt qui active la β-caténine active faiblement l’expression d’EOMES. EOMES stimule également sa propre transcription. Pour activer au maximum l’expression d’EOMES, il faut activer la voie Wnt et ensuite la voie activine/Nodal (avec une période où les voies sont activées ensemble ou successivement (ACT later)). EOMES avec Smad2/3 active ensuite les gènes spécifiques des cellules méso-endodermiques, ce que ne peut pas faire Smad2/3 seul ou la voie Wnt avec EOMES. Source : https://journals.biologists.com/dev/article/149/20/dev200335/275944/Mechanisms-underlying-WNT-mediated-priming-of

Les mécanismes épigénétiques associés (Feldman et al., 2006; Nicetto et Zaret, 2019) comprennent la méthylation de l’ADN et des méthylations répressives des histones telles que H3K27me3 et H3K9me3. Ces modifications répriment la transcription et sont autoentretenus, offrant un moyen de faire taire de façon permanente la transcription des gènes exprimés en cas de pluripotence ou dans un autre lignage, y compris en l’absence des signaux inducteurs initiaux de la détermination et de la différenciation.

*Modifications des profils de méthylation répressive sur l’ADN et les histones au cours de la différenciation. D’après https://academic.oup.com/bfg/article/15/6/443/2555346

Pour voir en détail les mécanismes génétiques et épigénétiques du contrôle de la transcription, voir cette page.

Les cas de maintien de la pluripotence

La pluripotence est un état dans lequel les cellules peuvent s’auto-renouveler et rester indifférenciées, conservant la capacité de donner naissance à des dérivés de n’importe quel feuillet embryonnaire. Cet état cellulaire est maintenu non seulement par un défaut d’expression des facteurs de détermination et de différenciation, mais aussi par un réseau de régulation génétique (RRG) complexe qui est étroitement contrôlé par un ensemble de facteurs de transcription : Nanog, Oct4 et Sox2 (Navarro et al., 2012; Rodda et al., 2005; Teo et al., 2011; Trott et Martinez Arias, 2013). Ces trois facteurs de transcription sont impliqués dans l’établissement et le maintien de la pluripotence, non seulement dans le cellules lors du clivage mais aussi dans les cellules souches embryonnaires (ES) ou les cellules iPS en culture (Chambers et Tomlinson, 2009). Ce RRG régule la pluripotence en réprimant les gènes impliqués dans la différenciation et en activant d’autres gènes importants pour la pluripotence (Navarro et al., 2012; Thomson et al., 2011).

Oct4, qui est connu également sous le nom de POU5F1, est un facteur de transcription à homéodomaine de type POU. Il est exprimé dans les cellules totipotentes ou pluripotentes au cours du développement et aussi dans les cellules germinales qui ont la capacité de participer à la génération suivante (donc virtuellement totipotentes à condition que la fécondation se réalise). La présence de Oct4 est essentielle pour le maintien des capacités pluri- ou totipotentes des cellules qui l’expriment (Stadtfeld et al., 2008). Par exemple, la perte de l’expression de Oct4 dans les cellules ES provoque la perte de leur pluripotence et aboutit à leur différenciation en trophectoderme (Niwa et al., 2000).

**Expression de Oct4 (ou POU5F1) pendant le cycle de vie de la souris. Les cellules et tissus exprimant Oct4 sont marqués en vert. Oct4 est exprimé dans les ovocytes sous forme de transcrit maternel et de protéine. L’expression zygotique d’Oct4 est activée avant le stade 8 cellules et est abondante et uniforme dans toutes les cellules de l’embryon tout au long du stade morula. Cependant, comme les cellules externes de l’embryon se différencient en trophectoderme (TE), l’expression d’Oct4 est limitée aux cellules de la masse cellulaire interne (ICM) dans le blastocyste. Après implantation, l’expression d’Oct4 est maintenue dans l’épiblaste. Enfin, l’expression d’Oct4 se limite aux cellules germinales primordiales (PGC), qui sont d’abord spécifiées dans le mésoderme extra-embryonnaire à la base du bourgeon allantoïdien pendant la gastrulation. Les PGC donnent naissance à des gamètes qui, après la fécondation, se développent en un nouvel organisme de la prochaine génération. Source : https://cellregeneration.springeropen.com/articles/10.1186/2045-9769-3-7

Sox2 contient un domaine HMG qui se lie au petit sillon de la double hélice d’ADN, tandis que Oct4 abrite un domaine POU qui interagit avec le grand sillon de l’ADN, permettant la formation de complexes ternaires Sox2-Oct4-ADN avec la paire de facteurs de transcription se liant à des motifs adjacents sur la séquence d’ADN et aussi se liant entre eux (Reményi et al., 2003; Williams et al., 2004). Des expériences d’immunoprécipitation de la chromatine suivie de séquençage (ChIP-seq) ont révélé que Sox2 et Oct4 occupent côte à côte des éléments régulateurs d’un grand nombre de gènes cibles et peuvent réguler leur expression de manière concertée (Li et al., 2019). Parmi ces cibles se trouve Nanog.

**Oct4 et Sox2 se fixent sur les séquences régulatrices de la transcription de Nanog dans les cellules ES pluripotentes (mais pas lors de leur différenciation). Expériences de ChIP (immunoprécipitation de la chromatine) avec un anticorps reconnaissant Oct4 (à gauche) ou Sox2 (à droite). Les séquences sur lesquelles se sont fixés ces facteurs de transcription sont ensuite soumis à une PCR avec les amorces qui amplifient les amplicons présentés qui se trouvent autour du site de démarrage de la transcription de Nanog (site de démarrage de la transcription = +1). Fold enrichment veut dire l’enrichissement de la séquence dans la fraction immunoprécipitée par rapport à la chromatine totale. La chromatine a été extraite de cellules ES non différenciées (0D RA) ou soumises à un traitement à l’acide rétinoïque de 3 jours (3D RA) ou de 6 jours (6D RA), qui provoque leur différenciation. On constate que Oct4 et Sox2 se sont fixés dans la région correspondant à l’amplicon 2 et cette fixation diminue lorsque les cellules ES se différencient. Source : https://www.jbc.org/article/S0021-9258(20)65622-8/fulltext#relatedArticles

L’abaissement des niveaux d’expression de Nanog dans les cellules ES déclenche la différenciation et sa surexpression est suffisante pour maintenir les cellules dans un état pluripotent indépendant du LIF, une cytokine de la famille de l’interleukine-6 qui est ajouté habituellement dans le milieu de culture des cellules ES pour empêcher leur différenciation (Chambers et al., 2007).

La pluripotence des cellules dépend aussi de la traduction. En effet, plusieurs facteurs impliqués dans la maturation de la petite sous-unité ribosomique 40S sont préférentiellement exprimés dans les cellules souches pluripotentes par rapport à leur descendance différenciée et soutiennent la traduction de facteurs de transcription clés de la pluripotence tels que NANOG (You et al., 2015).

Pour tester la pluripotence de cellules souches, on peut les greffer sur des souris immunodéprimées où les signaux qui maintiennent leur pluripotence sont levés et on obtient des tératomes contenant chacun de multiples lignages cellulaires. Egalement, on peut mettre les cellules en culture dans un milieu sans additifs maintenant leur état indéterminé et sans substrat auquel elles peuvent s’attacher : il se forme alors des agrégats appelés corps embryonnaires et où des cellules de différents lignages sont déterminées puis différenciées.

*Diversité des tissus trouvés dans des tératomes. La greffe de cellules ES (et aussi iPS, voir plus loin) dans une souris receveuse (immunodéprimée) provoque une levée brutale des signaux maintenant la pluripotence. Les cellules se différencient alors de manière anarchique en une multitude de types cellulaires. Source : https://www.frontiersin.org/articles/10.3389/fcell.2021.667246/full

Signalons que Oct4 peut avoir un rôle plus ambigu : lors de la première étape de la sortie de l’état de pluripotence, il agit en concertation avec le facteur de transcription Otx2 et contribue à activer des gènes cibles qui font sortir les cellules de leur état naïf (Yang et al., 2014).

Le retour à la pluripotence : le cas des cellules iPS

Les cellules souches pluripotentes induites iPS sont générées à partir de cellules différenciées. Cela implique de remonter au sommet dans le diagramme de Waddington. Le fait que mis dans un environnement favorable, un génome de cellules différenciées puisse fonctionner dans une cellule redevenu pluripotente était d’une certaine manière prédit par les expériences de clonage de John Gurdon vus plus haut. Il n’est donc pas étonnant que le Prix Nobel de Médecine de 2012 a été attribué conjointement à John Gurdon et à Shinya Yamanaka qui a mis au point la technique pour obtenir des cellules iPS.

Les cellules iPS sont obtenues en faisant surexprimer une combinaison de facteurs de transcription : Oct4, Sox2 que nous avons déjà évoqués et aussi Klf4 et c-Myc. Les vecteurs d’expression de ces gènes sont introduits dans les cellules par des rétrovirus (la méthode la plus utilisée mais qui pose problème en thérapie cellulaire à cause de l’intégration des transgènes dans le genome), des adénovirus ou des épisomes (Wang et al., 2019).

*Vidéo de présentation de la production de cellules iPS

**Reconfiguration de la chromatine lors de la reprogrammation des cellules différenciées en cellules souches pluripotentes induites (iPS). Les transgènes OSKM (pour Oct4, Sox2, Klf4 et c-Myc) sont transfectés dans des cellules différenciées et initient une série complexe de programmes génétiques, incluant la suppression du programme de différenciation dans la phase précoce de reprogrammation et l’activation du programme pluripotent dans la phase tardive. Des vagues transitoires d’expression de programmes géniques se produisent entre les deux états cellulaires. La chromatine est remodelée tout au long du processus de reprogrammation, et en particulier au niveau des loci des gènes de différenciation et de détermination et des loci des gènes de pluripotence qui ouvrent ou ferment la chromatine et perdent ou gagnent de la méthylation sur les histones. Source : https://www.frontiersin.org/articles/10.3389/fcell.2021.637309/full

Trois de ces quatre facteurs (Oct4, Sox2 et Klf4) sont considérés comme des facteurs de transcription pionniers, c’est-à-dire qu’ils peuvent se fixer sur des séquences cibles sur de l’ADN même au sein d’un nucléosome et sont capables d’outrepasser une forme répressive de la chromatine (Koche et al., 2011; Soufi et al., 2015). La fixation de ces trois facteurs facilite la fixation de c-Myc qui peut alors agir.

*Relations et fonctions des facteurs de pluripotence ainsi que de c-Myc. Pour agir sur la transcription et activer/maintenir la prolifération, c-Myc doit former un hétérodimère avec la protéine Max (non mentionnée sur la figure).

Les profils épigénétiques changent au cours de la production des cellules iPS avec un profil de méthylation et d’acétylation qui ouvre la chromatine (Krishnakumar et al., 2013). Par exemple, Klf4 recrute l’histone acetyltransférase p300 (Dai et al., 2014). Il y a un effacement de la « mémoire épigénétique » de la cellule différenciée. Cet effacement n’est toutefois pas complet comme le montre les variabilités entre lignées de cellules iPS provenant du même patient donc indépendante du génotype.

Lors de l’établissement des cellules iPS, il est clair que l’intérêt n’est pas tant de remonter le diagramme de Waddington que de pouvoir le redescendre ensuite et de générer un type cellulaire différent de celui des cellules qui ont été prélevées initialement. Il existe maintenant de très nombreux protocoles qui permettent d’activer les RRG souhaités pour aboutir aux cellules différenciées d’intérêt.

*Cardiomyocytes issus de la différenciation de cellules iPS humaines

Le potentiel thérapeutique des iPS est ainsi important.

*Utilité thérapeutique des cellules iPS. Source : Thèse de Xavier Nissan, i-stem, 2010

En 2014, une équipe japonaise avait publié un article retentissant dans Nature concernant l’obtention de cellules souches pluripotentes appelées STAPS (pour Stimulus-Triggered Acquisition of Pluripotency). L’article décrivait qu’on pouvait obtenir ces cellules à partir de lymphocytes extraits de la rate en les soumettant simplement à une solution acide à pH5,7 pendant 25 minutes. Plusieurs laboratoires ont essayé de reproduire ces résultats, sans succès. Il s’est avéré qu’il s’agissait d’une fraude commise par une post-doctorante, première auteur de l’article qui a été rétracté. Les images des cellules exprimant des marqueurs de pluripotence provenaient en fait d’une autre expérience avec des cellules obtenues de manière plus classique.

OUTILS :

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EN DIRECT DES LABORATOIRES :

Geneviève Almouzni -Institut Curie :

QUELQUES EQUIPES DE RECHERCHE FRANCOPHONES DANS LE DOMAINE :

Embryon et pluripotence : épigénétique et environnement (EPEE) – INRAE, Jouy-en-Josas

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