Le développement des organes génitaux et des cellules germinales

Par Patrick Pla, Université Paris-Saclay

*Cellules somatiques et cellules germinales chez l’être humain.

Le concept d’hérédité est au cœur de la logique du vivant et ce sont les cellules germinales qui permettent de transmettre l’information génétique à la génération suivante.

Quel que soit l’organisme concerné, les cellules germinales ne naissent pas dans les gonades mais sont spécifiées très tôt dans le développement embryonnaire bien avant que les gonades ne se forment. Elles sont mises à part rapidement et ne participent pas aux feuillets embryonnaires, ectoderme/mésoderme/endoderme. Elles migrent ensuite pour atteindre les gonades (Richardson et Lehmann, 2010).

Bien que les mécanismes de détermination des cellules germinales a varié au cours de l’évolution, certains acteurs sont remarquablement conservés tels que les protéines Vasa qui lient des ARN (Tanaka et al., 2000). De même, le dimorphisme sexuel est sous le contrôle des gènes de la famille Dmrt (Double sex/mab3-related) dans tout le règne animal (Kopp, 2012).

Le développement des organes génitaux

*Du sexe génotypique au sexe phénotypique chez l’être humain.

Le développement des organes génitaux est en grande partie déterminé par les gènes, même si l’environnement peut jouer un rôle plus ou marqué selon les cas. Chez les Mammifères, les organes génitaux sont déterminés par les chromosomes sexuels (XX = femelle; XY = mâle) et c’est la présence du chromosome Y qui est déterminante, même s’il n’est pas le seul à intervenir. Les oiseaux ont un système opposé : les mâles ont deux chromosomes sexuels similaires (ZZ, le nom des chromosomes est pure convention) et les femelles ont deux chromosomes sexuels différents (ZW). Dans ce cas, le sexe est déterminé par la quantité produite de DMRT1 dont le gène est porté par le chromosome Z (Smith et al., 2009). Chez la drosophile, le chromosome Y est présent en unique exemplaire chez le mâle mais il ne joue pas de rôle dans la détermination du sexe et ce qui compte, c’est le nombre de chromosome X (un chez les mâles, deux chez les femelles). Chez d’autres insectes, notamment les abeilles (Hyménoptères), c’est la ploïdie générale qui compte : les mâles sont haploïdes, issus d’une parthénogenèse alors que les femelles sont diploïdes.

Signalons que dans certains cas, le sexe peut être déterminé par l’environnement, notamment la température pendant le développement des œufs chez les tortues. Chez eux, l’expression de l’histone H3 déméthylase KDM6B est activée par les températures qui aboutissent à la formation de mâles. L’inhibition forcée de son expression aboutit à la formation de femelles, même si ce n’est pas la bonne température pour leur développement. L’activité de KDM6B permet l’activation de l’expression de Dmrt1 dont le produit dirige le développement des organes génitaux mâles (Ge et al., 2018).

Chez les Mammifères

Les crêtes génitales sont une structure mésodermique (originaire du mésoderme dit intermédiaire et associée au mésonéphros) à partir de laquelle les gonades (ovaires ou testicules) se développent. Des cellules y prolifèrent chez la souris à partir de E10,5 et chez l’Homme à partir de la 4ème semaine depuis la fécondation. Les cellules germinales qui ont été générées à un autre endroit migrent vers ces structures (voir plus loin). C’est après E10,5 que cette gonade bi-potentielle se différencie en testicule ou en ovaire. Les cellules de soutien deviennent soit des cellules de Sertoli, soit des cellules folliculaires. Les cellules endocrines produisant des hormones stéroïdes deviennent soit des cellules de Leydig, soit des cellules de la thèque.

*Développement embryonnaire du testicule chez la souris : Entre le jour embryonnaire (E) 8,75 et E9,5, les cellules germinales migrent dorsalement vers la crête génitale en développement. Le facteur de transcription SRY active l’expression de Sox9 ce qui entraîne la détermination des cellules de Sertoli (en bleu) à partir de E10.5. Les cellules de Sertoli en prolifération commencent à se compartimenter pour former des cordons testiculaires autour de E12.5. Après la prolifération des cellules de Sertoli, les cellules de Leydig fœtales (violet) et les cellules myoïdes péritubulaires (vert) se différencient. À E15.5, la majorité des cellules testiculaires se sont différenciées. Les cellules de Sertoli et les cellules myoïdes péritubulaires sécrètent diverses protéines de la matrice extracellulaire pour former la lame basale, qui entoure les cordons testiculaires et maintient leur structure. Les cordons testiculaires sont composés de cellules germinales en quiescence entourées de cellules de Sertoli, avec une couche externe de cellules myoïdes péritubulaires et de matrice extracellulaire. L’espace interstitiel comprend des cellules de Leydig fœtales stéroïdogènes, du mésenchyme et une vascularisation sanguine importante. D’après https://www.mdpi.com/2073-4425/12/4/486/htm

La détermination des cellules de Sertoli dépend du gène SRY (pour Sex-determining Region of Y chromosome) qui code un facteur de transcription qui active l’expression de Sox9. SRY maintient l’expression de Dmrt1 qui était jusque là exprimé dans la gonade bipotentielle et dont l’expression s’éteint dans les ovaires en absence de SRY (Kopp, 2012). Dmrt1 réprime l’expression de Foxl2 qui dirige le développement des ovaires et l’inhibition forcée de Dmrt1 aboutit au développement de cellules folliculaires ovariennes malgré l’expression de SRY (Matson et al., 2011). SRY provoque la production de prostaglandine D2 qui est nécessaire pour qu’un nombre suffisant de cellules soit déterminé en cellules de Sertoli (Wilhelm et al., 2005). Ces cellules prolifèrent abondamment, faisant quadrupler de volume la gonade jusqu’à E13,5. Les cellules de Sertoli s’aggrègent ensuite pour former les cordons séminifères (à 7 semaines de développement chez l’Homme) (Ungewitter et Yao, 2013). Elles sécrètent en coopération avec les cellules myoïdes péritubulaires une lame basale autour des cordons séminifères, créant une compartimentation essentielle à l’intérieur du testicule.

*La suppression de l’enhancer Enh13 contrôlant l’expression de Sox9 conduit à une inversion complète du sexe chez une souris XY.
(A) Schéma de l’emplacement de Enh13 en amont de Sox9. Les flèches turquoises et violettes représentent les sgRNA externes et internes utilisés pour supprimer Enh13 par la technique CRISPR/Cas9. Les flèches noires représentent les amorces PCR utilisées pour génotyper les embryons. (B) Images en fond clair et sections colorées à l’hématoxyline et à l’éosine (H&E) des gonades E13.5 XY Enh13+/+, Enh13+/- et Enh13-/- et XX Enh13+/+. On voit les tubes séminifères en développement dans les gonades qui ont un phénotype mâle (les deux à gauche) (C) Immunomarquage des gonades E13.5 de type sauvage XY, Enh13+/-, Enh13-/- et XX de type sauvage. Les gonades ont été colorées pour le marqueur de cellules de Sertoli (présentes normalement que chez un mâle) SOX9 (vert), le marqueur des cellules de la granulosa (présentes normalement que chez une femelle) FOXL2 (rouge) et le DAPI (bleu). Les gonades à inversion sexuelle ne peuvent être distinguées des gonades WT XX, tandis que la délétion hétérozygote n’altère pas la morphogenèse des testicules. Barres d’échelle = 100 µm. Source : https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pmc/articles/PMC6034650/

Les cordons restent pleins jusqu’à la puberté. Ils se creusent alors d’une lumière et deviennent des tubes séminifères.

En dehors des gonades, se développent les canaux nécessaires au fonctionnement de l’appareil génital. Le canal de Wolff est initialement le canal du mésonéphros qui constitue le rein embryonnaire.

**Position du canal de Wolff (ici écrit Wolf) sur une coupe transversale d’embryon de poulet à 4 jours de développement. Source : Christian Champy, Manuel d’embryologie, Ed. Masson (1921)

Ce rein disparaît à la fin du 2ème mois du développement embryonnaire chez l’Homme, ne laissant qu’une partie du canal de Wolff qui donne naissance à l’épididyme, aux canaux déférents et aux vésicules séminales sous l’influence de la testostérone produite par les cellules de Leydig dans les testicules. Par ailleurs, la testostérone fait différencier la partie pelvienne du sinus urogénital en prostate.

*Développement des voies génitales mâles et femelles chez les Mammifères. D’après https://upload.wikimedia.org/wikipedia/commons/e/e3/2915_Sexual_Differentation-02.jpg

Chez le mâle, le canal de Müller régresse sous l’action de l’hormone anti-Müllerienne (AMH) produite par les cellules de Sertoli. Sox9 se fixe directement sur le promoteur du gène codant AMH et active sa transcription (De Santa Barbara et al., 1998). L’AMH est une protéine de la famille des ligands TGFβ et elle agit non pas directement sur les canaux de Müller mais sur le mésenchyme autour qui envoie ensuite des signaux aux canaux qui induisent leur apoptose.

La migration des testicules de l’abdomen vers le scrotum se fait entre le 7ème et le 8ème mois de grossesse. L’absence de descente testiculaire appelée cryptorchidie provoque une stérilité car la spermatogenèse ne peut se faire à la température du corps mais à une température légèrement inférieure.

On voit que l’expression du gène SRY induit une cascade d’évènements qui aboutit au phénotype génital mâle. Il n’y a pas d’effets de dosage comme chez d’autres organismes. Les patients atteints du syndrome de Klinefelter sont XXY. Malgré la présence de 2 chromosomes X, le chromosome Y assure que les patients ont des organes génitaux mâles normaux jusqu’à la puberté où les testicules deviennent plus petits que la normale et où la spermatogénèse ne se fait pas correctement. Les patients sont stériles. Mais en ce qui concerne le développement embryonnaire, tout se passe bien.

Human chromosomesXXY01.png
*Caryotype d’un patient atteint du syndrome de Klinefelter. Source : https://en.wikipedia.org/wiki/Klinefelter_syndrome#/media/File:Human_chromosomesXXY01.png

À partir de la gonade bipotentielle, les ovaires se développent avec un programme génétique précis chez les embryons sans chromosome Y. Les cordons de cellules en formation au centre de la gonade dégénèrent et ce sont des cordons de cellules à la périphérie qui se développent, donnant les cellules folliculaires. Les cellules les plus proches des ovocytes deviennent les cellules de la granulosa tandis que les cellules les plus éloignées deviennent les cellules de la thèque. Ces processus de développement dépendent de l’expression de Wnt4 et la R-spondine qui accentue son effet : ensemble, ils activent fortement la voie canonique Wnt/β-caténine (Boyer et al., 2010, Chassot et al., 2014). Cette voie aboutit à l’inhibition de l’expression de Sox9 qui ne peut plus agir pour faire produire des testicules (Kim et al., 2006).

**Une quantité normale de Wnt4 est nécessaire pour éviter que FGF9 induise l’expression de SOX9 dans des gonades de souris XX. L’immunofluorescence de SOX9 (rouge) montre que l’ajout de FGF9 active l’expression de SOX9 dans les gonades hétérozygotes des Wnt4+/− XX (G), mais pas dans les gonades Wnt4+/+ XX (F). L’immunofluorescence anti-PECAM (vert) marque les cellules germinales et les cellules endothéliales. Barres d’échelle = 50 um. Source : https://journals.plos.org/plosbiology/article?id=10.1371/journal.pbio.0040187

Une quantité trop forte de la voie de signalisation canonique Wnt/β-caténine peut aboutir à un développement d’ovaires chez des patients XY. Cela peut être provoqué par une duplication d’une région du chromosome 1 qui contient les gènes WNT4 et R-SPONDINE (Jordan et al., 2001).

En parallèle de la voie Wnt/β-caténine, le gène Foxl2 codant un facteur de transcription à boîte Forkhead voit son expression activée dans les ovaires et il est essentiel pour la mise en place de l’organisation des cellules folliculaires autour des ovocytes. Si on le délète chez l’adulte, les cellules folliculaires changent d’aspect et présentent des caractères rappelant les cellules de Sertoli avec l’expression de Sox9 qui est activée (Uhlenhaut et al., 2009). Foxl4 est donc un facteur essentiel au maintien de l’identité féminine des structures ovariennes car il empêche leur transdifférenciation en structures masculines (Georges et al., 2014). La répression qu’exerce Foxl2 sur l’expression de Sox9 se fait de manière conjointe avec le récepteur alpha aux œstrogènes ESR1. Foxl2 a aussi d’autres actions qui potentialisent les œstrogènes. Il augmente la transcription d’un gène codant une enzyme impliquée dans la synthèse des œstrogènes, l’aromatase Cyp19a1. Il stimule aussi la transcription du récepteur aux œstrogènes ESR2 (Georges et al., 2014).

**Multiples rôles de FOXL2 dans l’ovaire en relation avec la signalisation oestrogénique. Source : https://elifesciences.org/articles/04207
*Séquence consensus reconnue par les récepteurs aux oestrogènes (ESR) sur les promoteurs et/ou enhancers de leurs gènes-cibles. Cette séquence s’appelle un ERE (= estrogen response element). Source : https://www.cell.com/cell/fulltext/S0092-8674(05)00453-8

Les canaux de Müller sont maintenus car, en absence de cellules de Sertoli, il n’y a pas de production d’hormone anti-müllerienne. Sous l’action des œstrogènes, les canaux de Müller donnent les oviductes, l’utérus et la partie haute du vagin. Les canaux de Wolff qui ont besoin de recevoir de la testostérone pour survivre meurent par apoptose.

*Appareil génital de la femme

Alors que pour le développement des ovaires, la voie Wnt/beta-caténine est cruciale, elle est en revanche inhibée lors du développement des autres organes génitaux femelles. Dickkopf, un inhibiteur de la voie Wnt est exprimé dans le tubercule génital qui finit par donner le clitoris et les grandes lèvres sous l’influence des œstrogènes. Chez le mâle, un dérivé de la testostérone (la DHT) inhibe l’expression de Dickkopf ce qui permet à la voie Wnt d’agir et de transformer le tubercule génital en pénis et en scrotum (Miyagawa et al., 2009).

*Développement des organes génitaux externes. Le tubercule génital donne le gland et le prépuce du pénis ou du clitoris. Le renflement labio-scrotal donne le scrotum et les grandes lèvres. Le bourrelet latéral donne le corps du pénis ou du clitoris. Signalons que le corps du clitoris est interne et nettement plus grand que ce qu’on pensait il y a quelques décennies. Le sillon uro-génital donne les petites lèvres et le raphé. D’après Olin E. Nelsen, Comparative Embryology of the Vertebrates.

Le développement (et notamment la croissance) des organes génitaux mâles se termine à la puberté. A partir de 10 ans, la kisspeptine dans l’hypothalamus augmente la sécrétion de GnRH ce qui induit en cascade l’augmentation de la production de LH, de FSH puis de testostérone (Terasawa et al., 2013).

Le développement des cellules germinales

*Dessin par Anton von Leeuwenhoek (1632-1723) de spermatozoïdes de lapin et de chien. Grâce à ses travaux pionniers d’observations avec un microscope rudimentaire, von Leeuwenhoek a été le premier humain à observer des spermatozoïdes. Source : https://lensonleeuwenhoek.net/

A la fin du XIXème siècle, Auguste Weissmann proposa sa théorie du plasma germinatif où il distingue les cellules germinales, qui assurent la pérennité de l’espèce à travers la continuité de la descendance des individus, des cellules somatiques, responsables de la construction d’un individu mais par définition « mortelles ». Les cellules germinales gardent aussi leur totipotence, contrairement aux cellules somatiques qui la perdent au cours de leur différenciation. En règle générale, cette totipotence ne peut s’exprimer qu’en cas de fécondation mais des cas de parthénogenèse où l’ovocyte se développe seul en embryon existent dans divers groupes de Métazoaires.

Dans de nombreux organismes, la lignée germinale est parmi les premiers types de cellules à être mis de côté. Une lignée germinale séparée tôt du reste des cellules empêche la transmission de mutations somatiques aux générations futures, ce qui peut être un avantage. Les cellules germinales précoces, appelées cellules germinales primordiales (PGC), sont spécifiées par des facteurs maternels ou par des signaux inductifs (Lawson et al., 1999). Une fois spécifiées, les PGC ignorent les programmes de différenciation somatique et migrent vers le site dans lequel se forme la gonade (Braat et al., 1999; Gross-Thebing et al., 2017; Extavour et Akam, 2003; Marlow, 2015). Là, les PGC prolifèrent, entrent en méiose (avec un délai plus ou moins long) et se différencient pour produire les gamètes: spermatozoïdes chez les mâles et ovocytes chez les femelles.

Les animaux dit clonaux tels que les Cnidaires ne séparent pas une lignée germinale pendant l’embryogenèse. Au lieu de cela, ils possèdent des cellules souches adultes qui contribuent aux tissus somatiques, mais aussi aux gamètes. Ce sont des animaux qui ont en général de très bonnes capacités de régénération. Ainsi, toutes parties du corps possédant ces cellules souches peut régénérer un individu qui pourra produire des cellules germinales et transmettre ses gènes à une nouvelle génération. Le facteur de transcription AP2 (Tfap2), un régulateur de la lignée germinale chez les Mammifères, est nécessaire et suffisant pour engager les cellules souches adultes, appelées cellules i, à devenir des cellules germinales chez le cnidaire Hydractinia symbiolongicarpus.

On pense qu’une lignée germinale non séparée à l’état embryonnaire est un trait ancestral chez les Métazoaires. Dans cette hypothèse, un évènement clé dans l’évolution des lignées germinales aura été le décalage du programme d’induction de cellules germinales depuis les adultes vers l’embryon.

La définition clinique de l’infertilité est définie comme l’incapacité des couples à concevoir un enfant après 18 mois de rapports sexuels réguliers non protégés. Selon les statistiques de l’Organisation Mondiale de la Santé, l’infertilité affecte environ 12 à 15 % des couples dans le monde (American Society for Reproductive Medicine, 2015). Les facteurs masculins sont responsables de 50 % des cas d’infertilité, parmi lesquels 20 % à 30 % sont dus uniquement à des facteurs masculins et 20 à 30 % sont dus à des facteurs affectant les deux partenaires (Tournaye et al., 2017). La prévalence de l’infertilité masculine a augmenté de 0,291 % par an de 1990 à 2017 dans le monde, et pourrait approcher la limite de 50 %. L’étude du développement des cellules germinales et de leur physiologie sert aussi à trouver des solutions pour les patient.e.s infertiles.

Chez Caenorhabditis elegans

Chez le nématode, la lignée germinale est mise en place à la fin de la quatrième division de clivage. Toutes les cellules germinales sont dérivées du blastomère P1. L’ovocyte contient des granules P dans son cytoplasme qui au cours de divisions asymétriques successives finissent dans les cellules P. Un composant de granule P, le produit du gène pgl est nécessaire pour le développement des cellules germinales, et régule certains aspects du métabolisme des ARNm. Le facteur de transcription à doigts de zinc PIE-1, produit par la mère, est impliqué dans le maintien des propriétés de cellules germinales dans les blastomères dérivés de P. Alors que la transcription est activée dans les cellules somatiques au stade 3-4 cellules, PIE-1 réprime la nouvelle transcription des gènes zygotiques dans les blastomères dérivés de P jusqu’à ce qu’il disparaisse aux alentours du stade 100 cellules. Cette répression générale protège les cellules germinales des actions de facteurs de transcription qui favorisent le développement en cellules somatiques (Nakamura et Seydoux, 2008).

**Répression généralisée de la transcription par PIE-1 dans les cellules germinales lors des premiers stades du développement de C. elegans. Dans les blastomères P2, P3 et P4, PIE-1 interagit avec la sous-unité Cycline T de P-TEFb, bloquant son interaction avec le domaine CTD de l’ARNpolymérase II et la phosphorylation sur la sérine 2 qui est nécessaire au passage à la phase d’élongation de la transcription. PIE-1 inhibe également la phosphorylation d’autres sérines sur le CTD par un mécanisme inconnu. Source : https://journals.biologists.com/dev/article/135/23/3817/64833/Less-is-more-specification-of-the-germline-by

Une caractéristique commune des cellules germinales est la présence de granules germinaux (nous venons de voir les granules P chez C. elegans). Il s’agit de compartiments cytoplasmiques sans membrane qui se forment par séparation en phase liquide-liquide (LLPS) à partir du cytoplasme (Brangwynne et al., 2009). Riches à la fois en ARN et en protéines de liaison à l’ARN, les granules germinaux contiennent un grand nombre de molécules ayant des rôles dans la régulation post-transcriptionnelle de l’ARN et la préservation de l’intégrité du génome. Ces assemblages complexes de ribonucléoprotéines (RNP) sont importants pour la spécification, la maintenance et le développement normal de la lignée germinale (Knutson et al., 2017).

***La protéine PIWI est ségrégée très tôt dans les cellules qui vont donner la lignée germinale chez Caenorhabditis elegans. Immunofluorescence contre la protéine PIWI (vert) qui est une protéine de la famille Argonaute qui se fixe aux ARN. On la voit, dès le stade zygotique, se localiser à une extrémité (le futur côté postérieur). Elle sera héritée uniquement par le blastomère P. Ensuite, elle est ségrégée uniquement dans une cellule. Au stade 100 cellules, elle est héritée par 2 cellules pour la première fois. Immunofluorescence contre la protéine CSR-1 qui fait partie de la même famille Argonaute et qui finit par être présente uniquement dans la lignée germinale, mais avant, elle a une répartition plus généralisée que PIWI. Source : https://www.nature.com/articles/s41467-021-21691-6

La spécification des PGC nécessite l’activité de régulateurs de la chromatine qui induisent des changements à l’échelle du génome dans l’expression des gènes. Chez C. elegans, la méthyltransférase MES-4 et le Polycomb Repressive Complex (PRC2, comprenant MES-2, 3 et 6) coopèrent pour ajouter desmodifications épigénétiques sur les histones favorables à la transcription sur les gènes spécifiques de la lignée germinale (pour MES-4) et répressives pour les gènes de la lignée somatique (pour PRC2) (Gaydos et al., 2012).

L’activation dépendante de MES-4 des gènes de la lignée germinale est antagonisée dans les lignées somatiques par un groupe de régulateurs transcriptionnels (Curran et al., 2009 ; Petrella et al., 2011 ; Unhavaithaya et al., 2002). Parmi ceux-ci, DRM et LIN-15B répriment les gènes de détermination de la lignée germinale dans les cellules somatiques (Petrella et al., 2011). La perte de facteurs DRM ou LIN-15B provoque une activation ectopique des gènes de la lignée germinale dans les cellules somatiques.

***LINA5-B réprime la détermination germinale dans les cellules somatiques. Immunofluorescence avec un anticorps reconnaissant PGL-1 (rouge) et PGL-3 (vert) dans des larves L1 sauvages (WT) ou mutantes perte-de-fonction lin-15B. Les L1 sauvages ont une fluorescence uniquement dans les deux cellules germinales primordiales (PGC) Z2 et Z3 (pointes de flèche), tandis que les mutants présentent en plus une forte expression ectopique dans les autres cellules. Source : https://journals.biologists.com/dev/article/138/6/1069/44868/synMuv-B-proteins-antagonize-germline-fate-in-the

L’inactivation de MES-2/-3/-4/-6 supprime l’expression du gène de la lignée germinale ectopique des mutants lin-15B à 26°C. Ces observations suggèrent que les facteurs DRM et LIN-15B antagonisent l’activité du MES dans les lignées somatiques pour empêcher les gènes de la lignée germinale de s’exprimer.

Chez les Mammifères

Chez l’embryon de souris à E7,25, il y a apparition de 15 à 100 cellules germinales primordiales (PGC) dans l’endoderme du sac vitellin et dans la région de l’allantoïde proche de la ligne primitive. Elles ont été identifiées initialement par l’activité importante de leur alcaline phosphatase (Ginsburg et al., 1990).

*Activité alcaline phosphatase des premières cellules germinales primordiales chez un embryon de souris de E7,25 (en gastrulation). Les cellules germinales primordiales sont ici désignées par APc. Le côté postérieur est vers la droite. a = amnios; al= allantoïde en début de croissance; ec = exocoelome. Source : https://journals.biologists.com/dev/article/110/2/521/37081/Primordial-germ-cells-in-the-mouse-embryo-during

Contrairement à beaucoup d’autres modèles, chez les Mammifères, les PGC ne se forment pas par héritage de matériel cytoplasmique mais par induction. Les souris Bmp4-/- ne forment pas de cellules germinales et l’expression ectopique de BMP4 dans un épiblaste compétent peut induire des cellules germinales ectopiques. On en déduit que le destin des cellules germinales est induit dans l’épiblaste vers le jour embryonnaire E6 par BMP4 produit dans l’ectoderme extra-embryonnaire (Lawson et al., 1999). En réponse au BMP4, les cellules induites en PGC activent l’expression de Oct4 et de Sox2 qui codent des facteurs de transcription impliqués dans la pluripotence et le profil de méthylation de l’ADN de ces cellules change. Blimp1 (Prdm1) et Prdm14 sont des régulateurs transcriptionnels critiques pour le devenir des PGC (Kurimoto et al., 2008, Ohinata et al., 2005, Vincent et al., 2005, Yamaji et al., 2008), de même que AP2γ (codé par Tfap2C) qui agit en coordination avec d’autres facteurs de transcription, tels que PAX5 et SOX17. La spécification des PGC nécessite l’activité de régulateurs de la chromatine qui induisent des changements à l’échelle du génome dans l’expression des gènes. Par exemple, chez la souris, le répresseur transcriptionnel Blimp1 (Prdm1) initie la spécification des PGC en bloquant l’expression d’un programme mésodermique qui reste actif dans les cellules somatiques voisines sans Blimp1 (Ohinata et al., 2005). Le génome devient globalement hypométhylé, une caractéristique qui rapproche les PGC des cellules pluripotentes telles que les cellules de la masse cellulaire interne, les cellules ES et les cellules iPS.

Malgré le fait que les PGC des Mammifères sont spécifiés par des signaux inductifs et non pas par héritage maternel comme dans beaucoup d’autres animaux, leur profil transcriptomique est assez similaire : par exemple, 80% des transcrits sont similaires entre les cellules germinales humaines et celles du xénope (Butler et al., 2018).

Les PGC migrent dans l’épithélium endodermique de l’intestin postérieur où 170 à 350 PGC se trouvent au jour 9 du développement fœtal chez la souris, puis le long du mésentère dorsal vers les crêtes génitales situées dans le toit du cœlome qui est le site du développement des gonades (Molyneaux et al., 2001). Durant cette migration, les PGC sont entourées de cellules sécrétant SCF (pour Stem Cell Factor) qui est indispensable pour leur survie et leur migration (Yan et al., 2000). Le récepteur de SCF est une tyrosine-kinase transmembranaire, c-kit. Les PGC ont aussi besoin du ligand SDF-1 pour migrer correctement et elles expriment son récepteur CXCR4 (Ara et al., 2003). L’expression par les PGC de l’intégrine β1 est également nécessaire à leur migration (Anderson et al., 1999). Les PGC migrent aussi durant une partie de leur trajectoire dans le mésentère dorsal le long de fibres nerveuses du système nerveux autonome, et des échanges de signaux sont possibles entre les deux populations (Mollgard et al., 2010).

*La signalisation SDF-1/CXCR4 est nécessaire pour la migration ordonnée des cellules germinales primordiales chez le poisson-zèbre. La fonction de guidage des PGC par SDF-1/CXCR4, présente chez les Mammifères est conservée chez les Vertébrés, comme on peut le constater ici chez le poisson-zèbre. Ses cellules germinales ont pu être suivies chez le sauvage et le mutant cxcr4b-/- car les poissons portent un transgène où le gène codant Cherry (une protéine fluorescente qui émet dans le rouge) est sous le contrôle d’un promoteur spécifique des cellules germinales. Barre d’échelle : 100 μm. Source : https://www.science.org/doi/10.1126/sciadv.abc5546

Il ne semble pas y avoir de signaux chémoattracteurs à distance en provenance de la destination des PGC, c’est-à-dire les crêtes génitales, car dans des souris mutantes où les crêtes génitales sont absentes, les PGC migrent quand même dans la bonne direction. Ce n’est alors que la toute dernière phase de migration (et de prolifération) qui est affectée (Chen et al., 2013).

Il y a environ 5 000 PGC dans les embryons de souris de 11 à 12 jours et plus de 20 000 PGC au moment où les crêtes génitales sont complètement colonisées aux jours 13-14. Ces PGC sont la seule source de cellules germinales adultes. L’origine et la migration des PGC vers les crêtes génitales sont les mêmes chez les mâles et les femelles. Ces cellules sont bipotentielles, c’est-à-dire qu’elles peuvent donner des ovocytes ou des spermatozoïdes. La différenciation sexuelle des gonades, en testicules ou en ovaires, se produit dans l’embryon de 12 à 13 jours. C’est cet environnement qui va orienter la différenciation des PGC en ovocytes ou en spermatozoïdes (Nicholls et al., 2019).

Ovogenèse et folliculogenèse

L’embryon femelle de souris de 13 jours possède un ovaire différencié avec toutes les PGC converties en ovogonies en division active. Dès le 12ème jour de l’embryogenèse, quelques ovogonies entrent dans la première prophase méiotique. Au jour 14, à peu près la moitié des cellules germinales sont entrées en méiose. Au jour 15, l’ovaire ne contient que des ovocytes à divers stades de la prophase I de méiose (cela correspond à la 9ème semaine du développement chez l’Homme). C’est une très grande différence avec le développement des cellules germinales mâles qui n’entrent en méiose qu’à la puberté. Cette entrée précoce en méiose des ovogonies est sous le contrôle de la protéine Stra8 (Baltus et al., 2006).

**Stra8 est nécessaire pour l’entrée en méiose des ovogonies dans les ovaires embryonnaires. Coupes d’ovaires de souris sauvages (WT) ou mutantes homozygotes perte-de-fonction pour Stra8 (Stra8-/-) à différents stades. A E14,5, on observe des chromosomes en phase leptotène de méiose I dans les souris WT et à E16,5, des chromosomes en phase zygotène et pachytène de méiose I. Rien de tel n’est visible en absence de Stra8. Source : https://www.nature.com/articles/ng1919

L’expression de Stra8 est activée par l’acide rétinoïque secrété par le mésonéphros juste à côté. Dans les testicules en développement, l’acide rétinoïque ne peut pas agir car les cellules y produisent Cyp26b1 qui est une enzyme qui dégrade l’acide rétinoïque (Saba et al., 2014). Au moment de la puberté chez le mâle, les cellules de Sertoli commencent à produire de l’acide rétinoïque et l’expression de Cyp26b1 baisse, ce qui permet à Stra8 d’être activé et à des cellules germinales mâles de commencer leur méiose.

Il faut environ 4 jours aux ovocytes pour réaliser les recombinaisons homologues des crossing-overs, et au jour 18, certains ovocytes ont atteint le stade diplotène de la première prophase méiotique. Au jour 5 après la naissance, presque tous les ovocytes sont arrêtés au stade diplotène tardif où ils restent jusqu’à ce qu’ils soient stimulés pour reprendre la méiose au moment de l’ovulation. On considère qu’à ce stade, il n’y a plus de cellules souches germinales (Lei et Spradling, 2013).

Près de la moitié de la population d’ovocytes de souris est perdue au cours des 2 à 3 premières semaines après la naissance ; une perte d’ovocytes encore plus importante se produit chez la femme qui passe de 7 millions d’ovocytes à 6 mois de développement à 1 million autour de la naissance et à 400.000 au début de la puberté. Les ovocytes sont contenus dans des follicules primordiaux qui se structurent autour des ovocytes d’abord par des couches simples de 4 à 6 cellules de type épithéliales aplatie. Puis les trois couches de cellules de forme cubique de la granulosa se mettent en place au moment où les ovocytes ont terminé leur phase de croissance. Les follicules primordiaux produits chez le fœtus sont très stables et ont une demi-vie d’environ 10 mois à l’âge adulte chez la souris et de plusieurs décennies chez la femme (Lei et Spradling, 2013). Le maintien et la survie de ces follicules primordiaux sont importants pour la fertilité et certaines femmes peuvent avoir une fertilité diminuée à cause d’une diminution de la réserve ovarienne en follicules. Les mécanismes en sont encore peu connus mais une étude récente a montré une augmentation de l’expression d’un microARN, miR-484 dans les cellules folliculaires des patientes atteintes de diminution de la réserve ovarienne. Ce miR-484 a pour cible YAP1 un co-facteur de transcription qui stimule l’expression de protéines importantes pour la prolifération et l’inhibition de l’apoptose dans les cellules folliculaires (Li et al., 2022).

**Une dérégulation de l’expression de miR-484 aboutit à une diminution de la survie des cellules folliculaires (ici de la granulosa) et à une diminution de la réserve ovarienne. Source : https://www.ijbs.com/v18p1008.htm
*Vue générale de l’ovogenèse et notamment des différents blocages de la méiose chez la femme. Le passage de la prophase I à la métaphase II a lieu lors de l’ovulation. Source : https://openstax.org/books/anatomy-and-physiology/pages/27-2-anatomy-and-physiology-of-the-female-reproductive-system

Les ovocytes sont bloqués en prophase I de méiose et entrent en quiescence. C’est un cas exceptionnel car habituellement la quiescence concerne des cellules en G0 et ici, les cellules sont en méiose. Cet état de quiescence peut persister des décennies chez la femme (Kim and Kurita, 2018). PTEN, un inhibiteur de la PI3kinase (car il reconvertit PIP3 en PIP2) a été impliqué dans le maintien de cette quiescence.

**La voie de signalisation PI3K et la maturation des ovocytes de Mammifère. PI3Kinase phosphoryle PIP2 pour produire PIP3 au niveau de la partie intracellulaire de la membrane plasmique, tandis que PTEN empêche la conversion de PIP2 en PIP3. Quand PIP3 s’accumule, il stimule l’activité d’Akt, une sérine/thréonine kinase qui phosphoryle le facteur de transcription FOXO3 ce qui l’exclut du noyau, où il activait des gènes inhibiteurs de la maturation ovocytaire. Par conséquent, quand la PI3Kinase est activée et PTEN inactif, la maturation ovocytaire se déclenche. La petite GTPase Cdc42 peut activer la voie de signalisation PI3K en diminuant l’expression de PTEN et en activant directement PI3K. PI3K = phosphoinositide 3-kinase; PIP2 = phosphatidylinositol-4,5-bisphosphate; PIP3 = phosphatidylinositol-3,4,5-triphosphate. Source : https://www.frontiersin.org/articles/10.3389/fcell.2020.575706/full

Également, l’inactivation de mTORC1, une sérine/thréonine kinase par le complexe TSC1/TSC2 assure le maintien de l’arrêt de la méiose. Chez les souris Tsc1-/-, tous les follicules primordiaux sont activés à la puberté aboutissant à une déplétion prématurée du stock conservé depuis la naissance (Adhikari et al., 2010).

L’activation physiologique des follicules primordiaux a lieu à partir de la puberté et concerne une cohorte d’un nombre variable de follicules selon les espèces. Dans les ovocytes correspondant, la voie PI3K/Akt n’est plus freinée par PTEN et Akt phosphoryle FOXO3, le principal facteur de transcription responsable de l’arrêt de la maturation. FOXO3 ne peut alors plus entrer dans le noyau (John et al., 2008). Dans des modèles murins d’endométriose, la voie PI3K/Akt/FOXO3 est trop activée et aboutit à une activation excessive des follicules primordiaux (Takeuchi et al. 2019).

*Coupe d’ovaire de lapine. La zone des follicules primordiaux est délimitée par les points noirs. Les autres follicules plus internes sont à différents stades de développement. Source : https://mmegias.webs.uvigo.es/02-english/2-organos-a/imagenes-grandes/reproductor-foliculos.php#n

Lorsque les follicules sont activés, le nombre de cellules folliculaires augmente jusqu’à > 50 000 dans les follicules de De Graaf (provient de Regnier De Graaf, un physiologiste néerlandais du XVIIème siècle qui a découvert ces follicules). Le follicule en développement est un syncytium de cellules reliées par des canaux cytoplasmiques intercellulaires appelés jonctions communicantes ou jonction gap et cela inclut également l’ovocyte et les cellules qui l’entourent (Kidder et Mahwi, 2002; Wassarman, 2002).

*Folliculogenèse anormale dans les ovaires sans connexin43 (Cx43) qui forme les jonctions gap. En l’absence de Cx43 (en bas), le développement folliculaire s’arrête à un stade préantral précoce reflétant l’échec de la population des cellules de la granulosa à se développer. Les ovaires sauvages contiennent des follicules antraux d’apparence normale. a : antre ; cg : couche de cumulus granulosa ; mg, couche de granulosa murale ; o : ovocyte. Source : https://rep.bioscientifica.com/view/journals/rep/123/5/613.xml

La communication entre l’ovocyte et les cellules folliculaires est bidirectionnelle ; les cellules folliculaires régulent la croissance des ovocytes et les ovocytes régulent le développement folliculaire. Les follicules présentent un antre naissant lorsqu’ils ont plusieurs couches cellulaires d’épaisseur et, à mesure que l’antre se dilate, les ovocytes prennent une position acentrique entourés de deux ou plusieurs couches de cellules du cumulus oophorus. Les cellules du cumulus oophorus les plus proches de la zone pellucide en développement de l’ovocyte forment la corona radiata.

Des contrôles croisés ont lieu entre l’ovocyte et les cellules folliculaires, coordonnant l’ensemble du développement des follicules. GDF-9 est une protéine secrétée par l’ovocyte de la famille des TGFβ et qui est nécessaire à la maturation des cellules de la granulosa et de la thèque (Otsuka et al., 2011). Des mutations gain-de-fonction dans le gène codant GDF-9 ont été découverts chez des familles qui produisent plus de (faux) jumeaux que la moyenne, indiquant qu’il favorise le développement des follicules jusqu’à provoquer des ovulations multiples (Palmer et al., 2006).

Lorsque l’ovulation est déclenchée (par un pic de concentration de LH produite par l’adénohypophyse) des bouleversements importants ont lieu. Non seulement l’ovocyte entouré des cellules de la corona radiata est expulsé mais aussi il y a une reprise de la méiose qui était bloquée en prophase I (quelques fois depuis des décennies chez la femme). La méiose avance jusqu’en métaphase II où il y a un nouveau blocage.

*Cycle hormonal féminin

Chez les Amphibiens, où la reprise de la méiose a été très étudiée comme un modèle de contrôle du cycle cellulaire c’est la progestérone qui a un rôle prépondérant :

***Modèle de libération du blocage de prophase I dans les ovocytes de Xénope. Le GPR185 couplé au Gαs constitutivement actif maintient une activité élevée de l’AMPc et de la PKA, assurant l’arrêt de la prophase (voie rouge à droite). Le déblocage de la méiose (voie verte à gauche) est déclenché par les hormones stéroïdes, principalement la progestérone, avec la contribution potentielle de IGF-1 et son récepteur (IGF-1R). La progestérone interagit avec son récepteur nucléaire canonique (iPR) mais aussi avec un récepteur lié à la membrane plasmique (mPR). En se liant à la progestérone, ces récepteurs inhibent la voie GPR185 et/ou inhibent indépendamment l’adénylate cyclase en recrutant Gαi et en inhibant GαS. Ils pourraient aussi agir indépendamment de la voie de blocage. Ces cascades convergent vers la synthèse de nouvelles protéines nécessaires à l’activation du MPF (voir figure suivante). Source : https://www.mdpi.com/2073-4409/9/5/1150
**Reprise de la méiose ovocytaire chez le xénope. Les ovocytes arrêtés en G2 (ou en prophase de méiose) contiennent du pré-MPF, c’est-à-dire des complexes Cdk1-cycline B inactifs dans lesquels Cdk1 est inhibé par la phosphorylation de T14 et Y15. La progestérone initie une voie de signalisation qui conduit à la déphosphorylation de T14 et de Y15 de Cdk1. Le MPF favorise la rupture de l’enveloppe nucléaire (GVBD pour Germinal Vesicle Breaking, identifié par une tache blanche au pôle de l’hémisphère animal) et la formation du fuseau en métaphase I. Après expulsion du premier globule polaire, le fuseau de la métaphase II s’organise et l’ovocyte s’arrête à ce stade, jusqu’à la fécondation. En haut : deux photos d’ovocytes de Xenopus, arrêt G2 (à gauche) et GVBD (à droite). Source : https://celldiv.biomedcentral.com/articles/10.1186/s13008-020-00065-2
Spermatogenèse

Une fertilité réussie nécessite une grande quantité de spermatozoïdes normaux. Afin de répondre à la norme de fertilité minimale, la concentration en spermatozoïdes doit être supérieure à 15 millions par ml, dont au moins 40 % doivent être de motilité normale et au moins 4 % avec une morphologie normale selon les critères pour l’examen en laboratoire du sperme humain paramètres de l’Organisation Mondiale pour la Santé (OMS, 2010).

La génération de spermatozoïdes dépend d’un processus de différenciation cellulaire dynamique dans les tubules séminifères du testicule, appelé spermatogenèse (Griswold, 2016). Ce processus commence par l’auto-renouvellement et la différenciation des spermatogonies. L’auto-renouvellement et la différenciation de ces cellules doivent pouvoir s’équilibrer pour maintenir les populations de cellules souches tout en formant des spermatozoïdes. Les caractéristiques de cellules souches des spermatogonies sont maintenues par le répresseur transcriptionnel Plzf (Costoya et al., 2014) et par la protéine liant les ARN Nanos2. La perte localisée de Nanos2 aboutit à une perte du pool de spermatogonies qui se différencient sur place de manière ectopique (Sada et al., 2009). Nanos2 agit notamment en réprimant la traduction de protéines qui déclenchent habituellement la méiose. Il se localise dans les corps P, un centre de dégradation des ARNm où il est associé avec des enzymes qui éliminent la queue polyA des ARNm, ce qui les amène à être dégradés (Saga, 2010).

Les cellules de Sertoli sont les cellules épithéliales de soutien des tubes séminifères, dont la fonction est d’assister et de nourrir les cellules germinales. Ce sont les premières cellules mâles spécifiques à se différencier dans la gonade fœtale et, conjointement avec les cellules germinales, elles subissent une morphogenèse tubulaire pour former des cordons testiculaires (Svingen et Coopman, 2013), qui sont les unités structurelles et fonctionnelles du testicule. Ces cordons donnent naissance ensuite aux tubules séminifères adultes. Au fur et à mesure que le testicule se développe, les cellules de Sertoli subissent des changements importants dans leur comportement cellulaire. Du stade fœtal jusqu’à environ 10 à 14 jours après la naissance chez les rongeurs, les cellules de Sertoli se divisent activement, augmentant le diamètre des tubes séminifères et le nombre de niches potentielles des spermatogonies dans les testicules (Oatley et al., 2011). À la fin de cette période, les cellules de Sertoli quittent le cycle cellulaire et restent au repos tout au long des stades juvéniles et adultes. GATA1 est initialement exprimé dans les cellules de Sertoli postnatales immatures, puis à la maturation, son expression est augmentée uniquement dans un sous-ensemble de tubules séminifères d’une manière dépendante des stades spécifiques des cellules germinales dans le tubule (Yomogida et al., 1994). Le récepteur aux androgènes (AR), c’est à dire le récepteur de la testostérone (produite par les cellules de Leydig), est transféré du cytoplasme des cellules de Sertoli au noyau lors de la maturation (Sharpe et al., 2003).

*Coupe de testicule de chat.
*Coupe de la paroi d’un tube séminifère.

De leur côté, les spermatogonies prolifèrent et s’auto-renouvellent pour maintenir leur population, tandis qu’un sous-ensemble de ces cellules se transforment en progéniteurs spermatogoniaux indifférenciés amplificateurs transitoires (spermatogonies indifférenciées de type A). Ces progéniteurs prolifèrent pour former des chaînes spermatogonales, puis procèdent à un programme de différenciation lancé en réponse à l’acide rétinoïque (RA). Les spermatogonies de type B qui en résultent initient ensuite la méiose et passent par plusieurs stades « spermatocytes ». Après la fin de la méiose, les stades spermatide ronds et spermatides allongés se succèdent avant de finalement devenir des spermatozoïdes différenciés (Griswold, 2016; Oatley et Brinster, 2012). Au cours de toutes ces étapes, les cellules de Sertoli nourrissent les cellules germinales au fur et à mesure qu’elles prolifèrent et se différencient pour donner naissance aux spermatozoïdes.

*Spermatogenèse. Source : https://www.frontiersin.org/articles/10.3389/fcell.2019.00388/full

Au cours de la spermatogenèse adulte à l’état d’équilibre, la polarisation des cellules de Sertoli est essentielle pour soutenir les différentes étapes de la spermatogénèse et pour compartimenter ses fonctions, notamment le maintien des cellules souches/progénitrices germinales dans le compartiment basal du tubule séminifère tout en favorisant simultanément la spermiogenèse dans le compartiment luminal apical (Oatley et Brinster, 2012).

*Les niveaux d’hormones reproductives masculines de la période fœtale à la période adulte. Au début du stade fœtal, le déclenchement de la sécrétion d’hormones testiculaires est indépendant de l’hormone lutéinisante (LH) et de l’hormone folliculo-stimulante (FSH). Puis à partir du deuxième et du troisième trimestre, la LH et la FSH sont les principaux régulateurs de la production hormonale des cellules de Sertoli et de Leydig. Pendant environ 6 mois après la naissance, les taux de LH, FSH et d’hormones testiculaires restent élevés. Ensuite, pendant la petite enfance et l’enfance, les taux de gonadotrophines, de testostérone (T) et du facteur 3 analogue à l’insuline (INSL3) diminuent, tandis que ceux de l’hormone anti-müllérienne (AMH) et de l’inhibine B restent élevés. Pendant la puberté, la FSH, la LH, la testostérone et l’INSL3 augmentent à nouveau pour atteindre les niveaux adultes. L’AMH est inhibée par la testostérone, et l’inhibine B est stimulée par la FSH. Source : https://www.frontiersin.org/articles/10.3389/fendo.2020.00211/full
*Contrôle de la spermatogenèse par l’axe hypothalamo-hypophysaire et rétrocontrôle négatif. L’hypothalamus et l’hypophyse régulent la production de testostérone dans les cellules de Leydig et l’activité des cellules de Sertoli. La GnRH active l’hypophyse antérieure pour produire de la LH et de la FSH, qui stimulent à leur tour respectivement les cellules de Leydig et les cellules de Sertoli. Le système est une boucle de rétroaction négative car les produits finaux de la voie, la testostérone et l’inhibine, interagissent avec l’activité de la GnRH pour inhiber leur propre production. Source : https://openstax.org/books/anatomy-and-physiology/pages/27-1-anatomy-and-physiology-of-the-male-reproductive-system

La spermatogenèse est bien entendu sous le contrôle d’hormones. Le récepteur de la FSH (une hormone produit dans l’adénohypophyse sous le contrôle de l’hypothalamus) est principalement exprimé sur les cellules de Sertoli. La FSH contrôle la maturation, la prolifération et la fonction des cellules de Sertoli (Abel et al., 2008). Des mutations de la FSH ou de son récepteur ont été associées à une diminution du nombre de cellules de Sertoli et du nombre de spermatozoïdes (Tapalainen et al., 1997). Sous le contrôle de la FSH, les cellules de Sertoli sécrètent du GDNF qui est un facteur essentiel de maintien des spermatogonies (Kubota et al., 2004). Le récepteur au GDNF, Gfrα1 est exprimé dans les spermatogonies (Uchida et al., 2016). Egalement, la fonction de la petite GTPase Cdc42 est nécessaire dans les cellules de Sertoli pour le maintien des caractères de cellules souches des spermatogonies (Heinrich et al., 2021). Cdc42 agit pour établir et maintenir la polarité des cellules de Sertoli et cette polarité est essentielle pour envoyer les bons signaux aux spermatogonies d’un côté (basal) et aux spermatides en cours de différenciation de l’autre côté (apical). Toute perte de polarité provoque un envoi de signaux incorrectement adressé qui aboutit à la perte des cellules souches.

**La déplétion de Cdc42 spécifiquement dans les cellules de Sertoli aboutit à la disparition complète des cellules germinales dans le testicule de souris adulte. Images d’immunofluorescence des testicules P60 adultes témoins Dhh-Cre;Cdc42flox/+ (F) et mutés Dhh-Cre;Cdc42flox/flox (G), montrant l’absence de cellules germinales TRA98+ dans les testicules Dhh-Cre;Cdc42flox/flox. (F’) est une image à plus fort grossissement des régions encadrées dans (F). Les lignes pointillées indiquent les limites des tubules. Barres d’échelle = 100 µm. Source : https://www.cell.com/cell-reports/fulltext/S2211-1247(21)01355-3

Le récepteur au LH est exprimé sur les cellules de Leydig et la fixation du ligand a pour effet de stimuler la production de testostérone (Narayan, 2015).

**L’expression d’un récepteur constitutif à la LH provoque une hyperplasie des cellules de Leydig. Coupes de testicule de souris de 12 semaines exprimant une forme mutée du récepteur à la LH, D582G, qui est constitutivement actif et qui se retrouve chez des garçons qui ont une puberté précoce. On observe une hyperplasie des cellules de Leydig (visibles en rose entre les tubes séminifères) qui suit une maturation plus précoce de ces cellules. D’autres analyses montrent des taux de testostérone très élevés dans le sang. Source : https://www.frontiersin.org/articles/10.3389/fendo.2015.00152/full

Les fonctions de la testostérone sont médiées par le récepteur aux androgènes (AR). Le récepteur aux androgènes est exprimé dans les cellules de Sertoli, les cellules de Leydig et le muscle lisse des artérioles des testicules, mais pas dans les cellules germinales (Smith et Walker, 2014). La testostérone est cruciale pour le maintien du nombre de spermatogonies, l’intégrité de la barrière hémato-testiculaire, l’achèvement de la méiose, la maturation des spermatides et l’achèvement de la spermiation (O’Hara et Smith, 2015).

L’activation de la méiose dans la lignée germinale mâle est sous le contrôle du ligand SCF (Stem Cell Factor) et de son récepteur tyrosine-kinase c-kit sur les spermatocytes primaires. Une entrée retardée en méiose est observée chez les souris haplodéficientes en c-kit et des études transcriptomiques ont montré que des spermatogonies isolées de testicules après une mise en présence de SCF activent l’expression de nombreux gènes impliqués dans les phases précoces de la méiose, notamment Dmc1 qui code une protéine impliquée dans les crossing-overs (Cardoso et al., 2014). Le niveau d’expression de Stra8 (qui déclenche aussi la méiose dans les ovocytes) augmente fortement.

Lors de la première division cellulaire méiotique, le spermatocyte primaire produit deux spermatocytes secondaires, qui entrent ensuite dans la deuxième division méiotique et se divisent en quatre spermatides rondes qui contiennent chacun soit un chromosome X ou un chromosome Y. Enfin, les spermatides rondes haploïdes se différencient en spermatides allongés et finalement en spermatozoïdes par le processus de spermiogenèse (Hendriksen, 1999). Pendant tout ce processus, les cellules migrent de la membrane basale vers le centre du tube séminifère et sont libérées dans la lumière. La cytokinèse n’est pas complète pendant les divisions mitotiques et méiotiques de ces processus (Hendriksen, 1999). En effet, maillage d’actomyosine du corps central est stabilisé pour bloquer l’abscission et maintenir l’anneau contractile de sorte que des canaux annulaires se forment entre les cellules connectées et les cellules sont reliées par des ponts intercellulaires qui persistent jusqu’à la fin de la spermatogenèse (Braun et al., 1989). Ce pont intercellulaire permet une libre communication cytoplasmique entre les cellules de génotypes différents. Étant donné que les ions et les molécules (dont des protéines) traversent facilement ces ponts intercellulaires, les cellules mûrissent de manière synchrone (Braun et al., 1989; Jasin et Zalamea, 1992).

La spermiogenèse représente une étape tardive de la spermatogenèse, au cours de laquelle les spermatides rondes post-méiotiques se différencient en spermatozoïdes matures par condensation de l’ADN et formation de la tête et de la queue des spermatozoïdes (O’Donnell, 2014). Les spermatozoïdes sont ensuite libérés dans la lumière des tubules séminifères, dans un processus appelé spermiation, qui implique le remodelage et la réduction du cytoplasme (França et al., 2016).

*Schéma d’un spermatozoïde humain. La tête fait environ 5 µm et le flagelle fait 50 µm. Source : https://upload.wikimedia.org/wikipedia/commons/e/e0/Complete_diagram_of_a_human_spermatozoa_fr.svg

Durant la spermiogenèse, l’appareil de Golgi forme l’acrosome à l’avant du noyau. Le flagelle commence à croître à partir d’un centriole. Le noyau prend une forme aplatie et effilée et la chromatine se condense. Elle échange 90% de ses histones contre des protamines. Riches en arginine et en cystéine, les protamines sont capables d’établir entre elles des ponts disulfures et contribuent ainsi à une forte condensation de la chromatine. La transcription s’éteint complètement en conséquence. Les CTCF qui bornent les domaines TAD (les domaines topologiques d’association) restent présents et organisent la chromatine de manière similaire à celle des cellules souches pluripotentes (Balhorn, 2007; Hammoud et al., 2009; Jung et al., 2017).

**Protamines accrochées à l’ADN. Les molécules de protamine se lient au grand sillon de l’ADN, rendent neutre le squelette phosphodiester (alors qu’il est habituellement chargé négativement) et provoquent l’enroulement des molécules d’ADN en structures toroïdales. Le modèle montre comment deux molécules de protamine (atomes bleus) s’enroulent autour de l’hélice d’ADN (atomes blancs). Source : https://genomebiology.biomedcentral.com/articles/10.1186/gb-2007-8-9-227

Une partie du cytoplasme est éjecté sous la forme de corps résiduels qui sont phagocytés et éliminés par les cellules de Sertoli.

Toutes ces modifications permettent d’obtenir une cellule la plus « légère » et la plus mobile possible et également d’avoir un paysage chromatinien qui ressemble déjà à celui d’un embryon en développement précoce.

Le système ubiquitine protéasome (UPS) joue un rôle important dans la spermatogenèse (Richburg et al., 2014). En effet, l’ubiquitination et la dégradation des protéines sont nécessaires lors de la différenciation finale des spermatozoïdes qui doivent se débarrasser de toutes les protéines qui avaient été nécessaires à leur développement mais qui ne sont plus utiles. La voie UPS dépend de manière critique des ligases d’ubiquitine E3, qui fournissent une spécificité de substrat en sélectionnant des protéines cibles pour l’ubiquitination (Metzger et al., 2014). RLIM, une E3 ubiquitine ligase joue un rôle important. Sans l’élimination des protéines qu’elle permet, une partie du cytoplasme ne peut être éliminée et les spermatozoïdes résultants sont peu mobiles.

***RLIM, une E3 ubiquitine ligase est exprimée à des stades précis de la spermiogenèse (et dans les cellules de Sertoli). (A) Des coupes tissulaires de testicules de souris ont été traitées en immunohistochimie avec un anticorps anti-RLIM. Les zones encadrées sont affichées avec un grossissement plus élevé. Coloration DAB (substrat d’immunohistochimie) des coupes de testicules générées à partir de mutants Rlim cKO/YSox2-Cre et de contrôles fl/Y, des mâles de même portée mais où un allèle de Rlim est toujours fonctionnel. Les flèches rouges (boîte 1) et les flèches jaunes (boîte 2) pointent respectivement vers les cellules germinales plutôt proches de la lumière du tube séminifère (donc des spermatides) et les cellules situées à la périphérie des tubules séminifères qui présentent une coloration RLIM élevée. Notez en A à gauche que les spermatides ne sont pas présents dans tous les tubes séminifères : seules les cohortes qui sont presque arrivés au bout de la spermatogenèse sont visibles. Panneaux de droite : cKO/Y mâle. Barres d’échelle = 150 µm. (B) Immunofluorescence sur testicule fl/Y avec des anticorps contre RLIM (vert) et PNA (rouge) pour déterminer les étapes de différenciation des cellules germinales dans les tubules séminifères car PNA marque l’acrosome. Barre d’échelle = 60 µm. (C) Immunofluorescence sur testicule fl/Y avec des anticorps contre RLIM (vert) et GATA1 (rouge), un marqueur des cellules de Sertoli. Une analyse plus poussée de la morphologie des spermatozoïdes (non montrée ici) indique que sans RLIM, les spermatozoïdes sont mal formés car ils ne perdent pas assez de cytoplasme. Les cibles de RLIM ne sont pas encore connues. Barre d’échelle = 25 µm. Source : https://elifesciences.org/articles/63556

Le passage des spermatogonies à des spermatozoïdes matures prend 65 jours chez l’Homme (34,5 jours chez la souris).

EN DIRECT DES LABOS :

Décrypter le rôle de l’épigénétique dans la fertilité masculine (Institut Curie, Paris)

AUTRES RESSOURCES :

Le déterminisme du sexe chez les Mammifères – Institut Français de l’Education

La gamétogenèse chez l’Humain – Université de Berne

LIEN VERS LE GLOSSAIRE