Des modèles animaux moins classiques

Par Patrick Pla, Université Paris-Saclay

Les modèles « classiques » (drosophile, poulet, xénope, souris…) ont été choisis pour des raisons historiques et pratiques mais il faut parfois se garder de généraliser ce qui a été découvert chez eux. Par exemple, la mise en place de l’axe antéro-postérieur de la drosophile est un cas très particulier parmi les Insectes. La compréhension de la diversité du vivant et la mise en pratique d’approches évo-dévo (lient entre la biologie du développement et l’évolution des organismes) nécessite une diversité d’organismes à étudier. En voici quelques-uns et c’est bien entendu une liste non exhaustive.

Nematostella vectensis (Cnidaire); Platynereis dumerilii (Annélides); Tribolium (Héxapode); L’oursin (Echinoderme); L’ascidie (Urocordé)

Nematostella vectensis (Cnidaires)
*Nematostella vectensis ou anémone étoilée. C’est une espèce originaire de la côte est des Etats-Unis mais elle s’est aussi implantée au sud de l’Angleterre. L’animal mesure 1 à 6 cm et présente 12 à 16 tentacules autour de la cavité orale. Source : https://fr.wikipedia.org/wiki/Nematostella_vectensis#/media/Fichier:Nematostella_vectensis.JPG
*Développement de Nematostella vectensis. L’étoile marque la région orale. Source : https://www.nature.com/articles/s41467-018-04184-x

Les Cnidaires sont des organismes à deux feuillets embryonnaire (pas de mésoderme) et à symétrie radiaire (mais avec une symétrie bilatérale résiduelle chez des Anthozoaires comme les anémones de mer et Nematostella).

*Place des Cnidaires dans la phylogénie et phylogénie interne des Cnidaires. Nematostella vectensis est un Anthozoaire donc il n’a pas de stade méduse. Source : https://journals.biologists.com/dev/article/131/10/2463/42408/Investigating-the-origins-of-triploblasty

Ils sont surtout étudiés pour la mise en place de leur axe de polarité oral-aboral qui présente des similitudes avec l’axe antéro-postérieur des Bilatériens (notamment l’expression des gènes orthologues aux gènes Hox mais pas seulement (voir plus loin)) et pour leur capacité de régénération. Les Cnidaires expriment aussi Brachyury qui est un marqueur important du mésoderme chez les Bilatériens alors même que chez les Cnidaires, il n’y a pas de mésoderme. Chez Nematostella vectensis, il marque la région orale.

*Mise en place de l’axe oral-aboral au cours de la gastrulation de Nematostella vectensis (24 h après la fécondation). Hybridation in situ permettant de suivre l’expression de Brachyury (Bra), Wnt2 et Six3/6. Les astérisques indiquent le blastopore. Barre d’échelle :  100 µm. Source : https://www.nature.com/articles/s41467-021-24346-8
***La comparaison du réseau de régulation génique de mise en place de l’axe principal chez l’oursin (en haut) et Nematostella (en bas) montre des similitudes claires. A gauche, oeuf non fécondé avec ARNm maternel Fz5/8 et SoxB1 (futurs marqueurs antérieurs/aboraux) et protéine Dishevelled (Dsh) maternelle localisée au pôle de la future gastrulation. Lors de l’activation de la signalisation β-caténine dans l’embryon, d’abord dans le domaine endomésodermique puis dans l’ectoderme postérieur/oral, l’expression de Fz5/8 et SoxB1 est supprimée, et les marqueurs antérieurs/aboraux (notamment les gènes zygotiques Six3/6 et FoxQ2) deviennent progressivement confinés d’un côté de l’axe. L’axe devient modelé par des facteurs de transcription mutuellement répressifs. Le « T » gris de Nematostella indique des interactions répressives, pour lesquelles les facteurs de transcription candidats ne sont pas connus. Les triangles avec un β désignent la direction du gradient de signalisation de la β-caténine. Source : https://www.nature.com/articles/s41467-021-24346-8

Le séquençage complet de cette espèce a été réalisée en 2007 (Putnam et al., 2007).

Platynereis dumerilii (Annélides)

*Larve métatrochophore de Platynereis dumerilii en train de réaliser sa métamorphose. Des segments sont ajoutés progressivement par l’arrière permettant à l’animal d’être métamérisé. Le segment 0 et le pygidium ne sont pas des métamères, car pas de cavités coelomiques à l’intérieur. Source : https://www.biorxiv.org/content/10.1101/2020.08.21.260984v2.full

Platynereis dumerilii est un Annélide Polychète qui vit à proximité des côtes dans les mers et océans tempérés et tropicaux. L’adulte est long de 2 à 4 cm (les mâles sont plus courts). Son développement embryonnaire dure 24 heures (avec notamment une phase de clivage de type spiral) et aboutit à la production d’une larve trochophore qui commence sa métamorphose 48 heures après la fécondation.

Voir les stades de développement de Platynereis.

Cet animal est devenu le modèle principal d’Annélide étudié. En tant qu’organisme segmenté en métamères comme les Arthropodes et les Vertébrés, son étude présente de nombreux intérêts pour comprendre l’origine de la métamérie chez les Bilatériens. Son étude permet ainsi de mieux reconstituer les caractéristiques d’Urbilateria, l’ancêtre commun de tous les Bilatériens.

Tribolium (Héxapode)

Il s’agit du ver de farine, un insecte dit ravageur, de la famille des Coléoptères et dont la larve peut s’attaquer à des stocks de farine.

Description de cette image, également commentée ci-après
Tribolium confusum en vue dorsale. Source : https://fr.wikipedia.org/wiki/Tribolium_confusum#/media/Fichier:Tribolium.confusum.jpg

Tribolium constitue un excellent modèle alternatif d’insecte à la drosophile. Son génome a été séquencé en 2008 (Tribolium Genome Sequencing Consortium, 2008). Le développement des segments de Tribolium se fait par croissance postérieure et non pas directement sur toute la longueur du corps comme chez la drosophile qui constitue plutôt une exception parmi les Insectes. Ainsi, certains processus de développement de Tribolium sont plus représentatifs et comparables à ceux des mammifères (Schroder et al., 2008). Les gènes ancestraux impliqués dans la communication entre les cellules et exprimés dans la zone de croissance pour l’extension de l’axe antéro-postérieur lors du développement font de Tribolium une espèce idéale pour étudier l’évolution du développement, notamment la spécification des segments (Von Dassow et al., 2000).

Comparaison entre la mise en place de l’axe antéro-postérieur entre la drosophile et Tribolium. D’après https://www.sdbcore.org/object?ObjectID=318

Il n’y a pas de bicoid chez Tribolium. La région antérieure est spécifiée à la place par une interaction synergique entre hunchback et orthodenticle (Schröder, 2003).

L’oursin (Echinoderme)

Plusieurs espèces sont étudiées en laboratoire : Strongylocentrotus purpuratus (l’oursin pourpre) qui vit sur les côtes américaines et Paracentrotus lividus qui vit en Mer Méditerranée.

*Paracentrotus lividus. Photo : Frédéric Ducarme. Source : https://fr.wikipedia.org/wiki/Paracentrotus_lividus#/media/Fichier:Paracentrotus_lividus_Banyuls_2.jpg
*Cycle de Strongylocentrotus purpuratus. Source : https://www.frontiersin.org/articles/10.3389/fgene.2020.627259/full
A : vue latérale. B : vue du pôle végétatif d’une gastrula. On voit au centre, coupé transversalement, l’endoderme en train de s’invaginer. C : vue latérale d’une larve pluteus. Source : https://elifesciences.org/articles/04664

L’oursin est un modèle très classique pour étudier la fécondation.

Vidéo (sans son) sur la réalisation de la fécondation de l’oursin en laboratoire

L’oursin présente un certain nombre de différences avec la fécondation des Mammifères. Par exemple, la méiose est terminée au moment de l’entrée du spermatozoïde, donc il y a un véritable stade ovule alors que chez les Mammifères, ce stade n’existe pas en réalité (la fécondation concerne un ovocyte bloqué en métaphase II). Egalement, après la réaction acrosomale, des microfilaments d’actine se polymérisent dans le spermatozoïde pour former la protubérance acrosomiale chez l’oursin, ce qui n’a pas lieu chez les Mammifères. Signalons que l’ovocyte (et l’ovule) de l’oursin est oligolécithe. Il possède un peu de réserves énergétiques (en contraste avec l’ovocyte des Mammifères (en dehors des Monotrèmes) qui n’ont quasiment aucune réserve énergétique (ovocyte alécithe)).

C’est également un bon modèle pour étudier la détermination (et la non-détermination) cellulaire. En 1892, Hans Driesch a montré qu’en séparant les 4 premiers blastomères de l’oursin, on pouvait obtenir 4 larves, plus petites qu’habituellement, mais assez bien formées. Cela démontrait la totipotence de ces cellules et aussi les capacités de régulation importantes des embryons à ce stade. Les expériences de Boveri sur des embryons d’oursins en 1901 ont montré que les modèles de développement pourraient être déterminés par des gradients opposés.

Le génome de Strongylocentrotus purpuratus a été entièrement séquencé : il est quatre fois plus compact (800 millions de pb) que celui de l’Homme pour environ un même nombre de gènes (33.491 gènes) (Sea Urchin Sequencing Consortium, 2006). Il est bien adapté à l’étude des réseaux de régulation génique.

***Spécification des feuillets de certains lignages lors du développement précoce de l’oursin. Le temps de développement est décrit en heures post-fécondation selon le taux de développement de l’oursin violet, S. purpuratus. (A) Schéma de la lignée cellulaire de l’endomésoderme de l’oursin. (B) Schéma de nucléarisation de la β-caténine, le vert foncé indique une concentration élevée, le vert clair une concentration faible. (C) Profils d’expression spatio-temporels des gènes de contrôle de l’endoderme. (D) Modèle de réseau de régulation génique endodermique partiel décrivant le commutateur Tcf/βcaténine-Tcf/Groucho et les interactions régulatrices au sein des gènes endodermiques. (E) Expression spatio-temporelle du ligand Delta. (F) Expression spatio-temporelle des gènes mésodermiques non squelettiques. (G) Modèle de réseau de régulation génique de la triple boucle de rétroaction positive que la réception de Delta active dans les cellules non squelettiques. Source : https://www.frontiersin.org/articles/10.3389/fgene.2016.00016/full
***Réseaux de régulation géniques pour la mise en place de l’axe dorso-ventral de l’oursin. Source : https://www.frontiersin.org/articles/10.3389/fgene.2016.00016/full

Site de référence sur l’oursin.

Pour réaliser une fécondation in vitro chez l’oursin.

L’ascidie (Urocordé)

On peine à voir dans une ascidie adulte un organisme qui est plus proche de nous qu’un Insecte par exemple mais l’observation de la larve révèle la présence d’une chorde, d’un tube neural dorsal qui nous permet de classer l’ascidie parmi les cordés épineuriens.

**Larve, métamorphose et adulte de l’ascidie Ciona intestinalis

Trois espèces d’ascidies assez proches ont été étudiées pour leur développement : Ciona intestinalis, Styela partita et Phallusia mammillata.

Pour voir une vidéo du développement d’une ascidie, suivre ce lien.

L’étude des ascidies a historiquement permis de comprendre le rôle du cytoplasme dans la détermination cellulaire. En 1905, Edward Conklin a observé que le cytoplasme coloré en jaune de Styela partita était toujours, au cours des divisions cellulaires, hérité par les cellules dont les descendantes allaient donner des cellules musculaires. Si on retire les cellules qui héritent de ce cytoplasme (les blastomères B4.1) alors il n’y a plus de cellules musculaires. Si du cytoplasme jaune est transféré dans une cellule qui ne donne habituellement pas de muscle alors sa destinée change et elle donne du tissu musculaire. On a depuis compris le déterminisme moléculaire des propriétés de ce cytoplasme : il contient des ARNm qui permettent de synthétiser la protéine macho qui engage les cellules dans le lignage musculaire (Nishida et Sawada, 2001). Il s’agit d’un exemple classique de déterminisme de lignage autonome, par héritage de cytoplasme au cours des divisions cellulaires sans besoin d’induction en provenance des cellules voisines.

En raison de sa carte des territoires présomptifs précise très précoce avec un petit nombre de cellules, l’embryon d’ascidie est un système idéal pour élucider les mécanismes liés au positionnement des cellules au cours de la morphogenèse d’une blastula de chordés. Étant donné que les embryons d’ascidies présentent un modèle de clivage invariant sans migration cellulaire, ni mort cellulaire jusqu’au moment de la gastrulation, l’orientation du plan de division cellulaire est déterminante (Dumollard et al., 2017). Tous les blastomères ont un destin spécifié dans la blastula à 64 cellules et la plupart des divisions cellulaires au stade de 32 cellules sont des divisions asymétriques avec des destinées différentes pour chacune des cellules-filles (Lemaire et al., 2008).

***Détermination par l’activité nucléaire de la β-caténine de différents lignages dans l’embryon d’ascidie aux stades 16 et 32 cellules. Une ligne pointillée verte sépare l’ectoderme du mésendoderme et une ligne pointillée brune sépare les lignées A- (A4.1) et a- (a4.2) de Lignées B- (B4.1) et b- (b4.2). Les cellules NN (précurseurs neuraux et de la chorde) et E (précurseurs de l’endoderme) sont respectivement indiquées en rouge et en bleu. Au-dessous des dessins d’embryons se trouve une représentation schématique des deux séries de décisions binaires de destin induites par l’activité nucléaire de la β-caténine (nβ-caténine) qui séparent d’une part les lignées mésendodermiques des lignées ectodermiques au stade de 16 cellules et, d’autre part, les lignées mésodermes (NN) de l’endoderme (E) au stade 32 cellules. Source : https://elifesciences.org/articles/14692
***Patrons d’expressions géniques dans un embryon de Ciona intestinalis au stade 32 cellules. (A) Schémas d’un embryon de 32 cellules de Ciona intestinalis. Notez la symétrie bilatérale. La légende des couleurs est spécifiée en haut du tableau de B. (B) L’expression spécifique des gènes dans certaines cellules est marquée en bleu. Les gènes des 7 premières lignes sont des gènes à effets maternels. Source : https://www.science.org/doi/10.1126/sciadv.abf8210

L’ascidie se prête particulièrement bien à des analyses en scRNAseq (analyse transcriptomique en cellule unique) pour comprendre la spécification des destins cellulaires (Winkley et al., 2021).

EQUIPES FRANCOPHONES QUI TRAVAILLENT SUR DES MODELES MOINS CLASSIQUES :

Equipe Biologie du développement comparative et régénération – IGFL Lyon

Laboratoire de Biologie du Développement – CNRS Villefranche-sur-Mer