Cette page est encore en partie en construction.

Propriétés des membranes biologiques

Les membranes biologiques sont des structures dynamiques composées principalement d’une bicouche de phospholipides amphipathiques ou amphiphiles (un côté hydrophile et un autre côté hydrophobe), avec des protéines intégrées et périphériques, formant une barrière sélective d’environ 6-7 nm d’épaisseur.

Les phospholipides possèdent en effet une tête hydrophile et une queue hydrophobe. Lorsqu’ils sont immergés dans l’eau, ils s’agrègent pour former des bicouches délimitant deux compartiments aqueux. Dans la bicouche lipidique, les têtes hydrophiles font face aux milieux aqueux environnants, tandis que les queues hydrophobes s’assemblent à l’intérieur.

Elles présentent une fluidité latérale élevée due à la diffusion libre des lipides et des protéines. Cette fluidité peut être modulée par la température, la composition en acides gras saturés/insaturés et les interactions avec le cytosquelette. Chez les Végétaux qui tolèrent les grands froids, comme le blé
d’hiver (Triticum æstivum), le pourcentage de phosphoglycérolipides
insaturés augmente à l’automne, ce qui empêche les membranes cellulaires de se solidifier durant l’hiver. Autre exemple, au Québec, les Crustacés vivant dans des eaux traversées par des courants froids concentrent davantage de cholestérol dans leurs membranes cellulaires afin d’en préserver la souplesse.

En général, les membranes biologiques sont asymétriques : la composition des deux feuillets lipidiques est différente. Le positionnement et l’orientation spécifique des protéines dans la membrane contribuent également à l’asymétrie.

Cette asymétrie est fonctionnellement importante, notamment pour la signalisation cellulaire et la conversion des signaux extracellulaires en signaux intracellulaires. De nombreuses protéines cytosoliques se lient à des groupements polaires spécifiques des lipides présents dans la monocouche du côté cytosolique de la bicouche lipidique. Par exemple, l’enzyme protéine kinase C (PKC), qui est activée en réponse à divers signaux extracellulaires, se lie à la face cytosolique de la membrane plasmique, où la phosphatidylsérine est concentrée, et a besoin de ce phospholipide chargé négativement pour son activité.

Les animaux exploitent l’asymétrie des phospholipides de leurs membranes plasmiques pour distinguer les cellules vivantes des cellules mortes. Lorsque les cellules animales subissent l’apoptose, la phosphatidylsérine, normalement confinée à la monocouche cytosolique (ou interne) de la bicouche lipidique de la membrane plasmique, migre rapidement vers la monocouche extracellulaire (ou externe). La phosphatidylsérine exposée à la surface cellulaire est utilisée comme signal par les macrophages pour phagocyter la cellule morte.

​Les cavéoles et les radeaux lipidiques

Les cavéoles et les radeaux lipidiques sont tous deux des microdomaines de la membrane plasmique enrichis en cholestérol (3 à 5 fois plus concentré que dans la bicouche lipidique environnante) et en sphingolipides, ce qui les rendent plus rigides et moins fluides que le reste de la membrane, mais ils diffèrent par leur structure, leur stabilité, leurs marqueurs protéiques et leurs rôles spécifiques.

Les radeaux lipidiques jouent un rôle central dans la signalisation cellulaire en servant de plateformes dynamiques pour concentrer protéines et récepteurs membranaires. Ils facilitent les interactions moléculaires, comme la dimérisation de récepteurs, et modulent les cascades de signalisation en réponse à des stimuli externes.

Quant aux cavéoles, elles jouent le rôle de tampon membranaire : leur aplatissement protège la membrane plasmique contre la rupture lors de contraintes mécaniques, telles qu’un choc hypotonique ou un étirement cellulaire (Sinha et al., 2011).

Les radeaux lipidiques mesurent typiquement 10 à 200 nm de diamètre et sont aplatis tandis que les cavéoles présentent une incurvation de la membrane plasmique (en forme de flasque) de 60 à 80 nm de diamètre.

Les cavéoles sont enrichies en cavéolines qui existent sous trois isoformes principales (Cav1, Cav2, et Cav3, qui est spécifique des cellules musculaires) et forment des oligomères qui induisent la courbure membranaire en s’associant au cholestérol et aux sphingolipides. Cette fonction dépend aussi d’une autre classe de protéines, les cavines, une famille qui comprend 4 membres.

Dans les muscles striés squelettiques et cardiaques, l’isoforme spécifique cavéoline-3 (CAV3) est fortement exprimée au cours de la différenciation musculaire et s’accumule dans les cavéoles de la membrane plasmique (qui s’appelle sarcolemme pour les cellules musculaires). Durant la myogenèse, CAV3 est transitoirement associée aux invaginations membranaires qui donneront naissance aux tubules transverses, ou tubules T. Ces derniers correspondent à des prolongements du sarcolemme vers l’intérieur de la fibre musculaire. Ils permettent la propagation rapide des potentiels d’action au cœur de la cellule et assurent le couplage entre l’excitation membranaire et la libération de Ca²⁺ par le réticulum sarcoplasmique. CAV3 coopère notamment avec l’amphiphysine 2/BIN1, une protéine capable de courber et de rendre tubulaire les membranes (Lemerle et al., 2023). Des structures annulaires sous-membranaires enrichies en BIN1 et en cavéoles constituent des sites d’initiation à partir desquels s’allongent les futurs tubules T.

Les protéines associées aux membranes biologiques

Les protéines associées aux membranes biologiques sont intégrées ou liées à la bicouche phospholipidique, et déterminent les propriétés sélectives et dynamiques des membranes cellulaires. On distingue trois types principaux :

• les protéines intégrales ou transmembranaires, qui traversent la bicouche via des hélices α hydrophobes (par exemple les récepteurs, les transporteurs ioniques comme les canaux ou les pompes ATPases),
• les protéines périphériques extrinsèques associées par liaisons non covalentes (interactions électrostatiques avec les lipides ou d’autres protéines, comme les kinases ou les protéines d’ancrage au cytosquelette),
• les protéines ancrées par modification lipidique covalente (acylation par myristate/palmitate, prénylation ou ancre GPI, assurant un ancrage réversible).

Pour ce dernier point, on peut prendre l’exemple de la palmitoylation. C’est une modification post-traductionnelle lipidique consistant en l’ajout covalent d’acide palmitique — un acide gras saturé à 16 carbones — sur un résidu cystéine d’une protéine, via une liaison thioester (S-palmitoylation). Cette réaction est catalysée par des palmitoyl acyltransférases et la réaction inverse est assurée par des palmitoyl thioestérases, ce qui en fait une modification dynamique.

En augmentant l’hydrophobicité locale de la protéine, la palmitoylation favorise son ancrage dans les bicouches lipidiques, régule son trafic intracellulaire (notamment entre le réticulum endoplasmique et l’appareil de Golgi), et module ses interactions protéine-protéine. À la différence de la myristoylation (irréversible, co-traductionnelle), la palmitoylation peut être ajoutée ou retirée en réponse à des signaux cellulaires, ce qui en fait un véritable interrupteur moléculaire de la localisation et de la fonction des protéines.

Comme protéine palmitoylée, citons H-Ras qui est une petite GTPase impliquée dans la transduction du signal avec souvent un effet prolifératif. Elle est d’abord prénylée (farnésylation) en C-terminal, ce qui lui confère une affinité membranaire initiale, mais insuffisante pour une localisation stable. La palmitoylation de deux résidus cystéine adjacents (Cys181 et Cys184) par les palmitoyl acyltransférases lui permet de s’ancrer durablement dans la membrane plasmique, notamment au niveau des radeaux lipidiques, où elle rencontre ses effecteurs comme Raf-1. Lorsque la palmitoylation est inhibée ou supprimée, H-Ras se redistribue vers l’appareil de Golgi et perd sa capacité à activer efficacement la voie MAPK, illustrant à quel point cette modification lipidique réversible conditionne directement l’activité signalisatrice de la protéine.

Les ancres GPI (glycosylphosphatidylinositol) sont des glycolipides post-traductionnels qui ancrent de manière covalente certaines protéines extracellulaires à la face externe de la membrane plasmique, sans nécessiter de domaine transmembranaires hydrophobes. Synthétisées dans le réticulum endoplasmique par une succession de 11 réactions enzymatiques, elles se composent d’un phosphatidylinositol hydrophobe (ancré dans le feuillet externe lipidique), relié à une chaîne osidique conservée (glucosamine, trois mannoses, phosphoéthanolamine) qui se lie par une amide au résidu C-terminal de la protéine cible après clivage d’un signal GPI par la GPI-transamidase. Cette ancre réversible, sensible à la PI-PLC (phospholipase C), cible préférentiellement les protéines vers les radeaux lipidiques (domaines riches en cholestérol et sphingolipides), ce qui favorise leur localisation apicale dans les cellules polarisées.

Certaines techniques spécifiques sont utilisées pour observer ces protéines comme la technique du cryodécapage (freeze‑fracture / freeze‑etching) est une préparation pour microscopie électronique qui permet d’observer l’ultrastructure des membranes en révélant leurs faces internes et le relief des protéines membranaires.

Les hélices α hydrophobes transmembranaires sont des structures secondaires des protéines composées d’environ 20-25 acides aminés dont les chaînes latérales sont majoritairement hydrophobes (comme la leucine, l’isoleucine, la valine, la phénylalanine ou l’alanine), organisées en une spirale compacte avec 3,6 résidus par tour. Cette conformation stabilisée par des liaisons hydrogène internes entre le groupe carbonyle (C=O) du résidu n et le groupe amide (N-H) du résidu n+4 masque les parties polaires du squelette polypeptidique à l’intérieur de l’hélice, tandis que les chaînes latérales hydrophobes s’orientent radialement vers l’extérieur pour interagir avec la région apolaire des queues lipidiques de la bicouche membranaire. Une ou plusieurs de ces hélices traversent la membrane, avec des domaines hydrophiles aux extrémités et entre ces hélices dans les régions exposées au cytosol ou à l’extérieur cellulaire.

En général, les protéines se déplacent dans les membranes biologiques assez facilement.

Trafic membranaire du REG à la membrane plasmique

Introduction

Du REG à l’appareil de Golgi

Le trafic membranaire du réticulum endoplasmique granuleux (REG) vers l’appareil de Golgi correspond à la première étape de la voie sécrétoire : les protéines nouvellement synthétisées dans la lumière du REG ou insérées dans sa membrane sont sélectionnées, concentrées dans des zones de sortie, puis exportées dans des vésicules de transport à manteau COPII. Ces vésicules bourgeonnent à partir du REG, migrent vers le compartiment intermédiaire RE-Golgi (ou compartiment ERGIC), puis fusionnent avec la face cis de l’appareil de Golgi, où les protéines poursuivent leur maturation, notamment par des modifications post-traductionnelles comme la glycosylation. Ce transport est bidirectionnel, car des vésicules COPI assurent aussi un retour rétrograde vers le REG des protéines résidentes du réticulum ou de certains composants nécessaires au bon fonctionnement du système.

Les complexes COP contiennent des petites GTPAses : Pour COPII, la GTPase clé est Sar1 : elle est activée au niveau du réticulum endoplasmique par un facteur d’échange, se fixe ensuite à la membrane et recrute les autres composants du manteau COPII (les hétérodimères SEC23/24 et SEC13/31) pour initier le bourgeonnement des vésicules. Pour COPI, la GTPase principale est Arf1 : lorsqu’elle est liée au GTP, elle recrute les autres membres de COPI à la membrane du Golgi, ce qui permet la formation des vésicules impliquées surtout dans le transport rétrograde Golgi vers RE, ainsi que dans certains échanges entre citernes golgiennes.

Dans ce contexte, comment les vésicules reconnaissent leur destination ? Les v-SNARE et les t-SNARE sont des protéines de fusion membranaire qui assurent la spécificité du transport vésiculaire. Les v-SNARE se trouvent sur la membrane de la vésicule, tandis que les t-SNARE sont localisées sur la membrane cible. Leur reconnaissance mutuelle permet l’assemblage d’un complexe SNARE en trans, qui rapproche fortement les deux bicouches jusqu’à déclencher leur fusion.

Ce mécanisme fonctionne comme une fermeture éclair moléculaire : les domaines hélicoïdaux des SNARE s’enroulent les uns autour des autres pour former un faisceau très stable à quatre hélices, ce qui fournit l’énergie nécessaire pour vaincre la répulsion entre les membranes. Après la fusion, le complexe devient un complexe en cis dans la même membrane, puis il est dissocié et recyclé grâce à des protéines comme NSF et SNAP.

L’exocytose et son contrôle

Une hausse du Ca²⁺ cytosolique provoque souvent une exocytose de vésicules pré-assemblées près de la membrane plasmique (secrétion de neurotransmetteurs, exocytose des granules corticaux après la fécondation…). Pour l’exocytose des vésicules contenant des neurotransmetteurs à la synapse, Ca²⁺ interagit essentiellement avec la synaptotagmine. Les synaptotagmines sont des protéines membranaires possédant une seule région transmembranaire N-terminale qui les ancre à la vésicule synaptique. La région cytoplasmique de chaque synaptotagmine est principalement composée de deux domaines C2, qui sont un motif protéique de liaison au Ca²⁺. Ces domaines C2 se lient aussi aux phospholipides membranaires ce qui permet de coupler la fixation du Ca²⁺ avec la fusion des membranes de la vésicule synaptique et de la membrane plasmique.

Les synaptotagmines-1, -2 et -9 sont des capteurs de Ca²⁺ pour la fusion rapide et synchrone des vésicules. En revanche, la synaptotagmine-7 intervient dans une forme plus lente d’exocytose déclenchée par le Ca²⁺, importante pour la transmission synaptique pendant les périodes prolongées d’activité et de déclenchement répété du potentiel d’action (Jackman et al., 2017). Toutes ces synaptotagmines fonctionnent également comme capteurs de Ca²⁺ dans d’autres formes d’exocytose, telles que l’exocytose des cellules endocrines (sécrétion de l’insuline par les cellules β des îlots de Langerhans du pancréas par exemple).

Dans les cellules principales des tubes collecteurs du rein, la vasopressine (ADH ou hormone anti-diurétique) provoque une exocytose rapide de vésicules contenant l’aquaporine‑2 (AQP2) vers la membrane apicale, ce qui augmente fortement la perméabilité à l’eau et permet sa réabsorption, notamment en cas d’hémorragie (ou de baisse moins « dramatique » de la pression artérielle). L’ADH (arginine‑vasopressine) se fixe sur les récepteurs V2 (V2R) situés sur la membrane basolatérale des cellules principales du tube collecteur. V2R est un récepteur couplé à Gαs. Son activation stimule l’adénylate‑cyclase, provoquant l’augmentation de la concentration intracellulaire en AMPc ce qui active la PKA. La PKA est orientée vers les vésicules porteuses d’AQP2 par des AKAP, et phosphoryle AQP2 sur la sérine 256, une modification qui favorise l’exocytose. Le réseau dense de microfilaments d’actine en position sous‑apicale constitue normalement une barrière pour les vésicules. L’ADH induit une dépolymérisation de cette actine corticale, facilitant l’accès des vésicules d’AQP2 à la membrane apicale (Wilson et al., 2014).

Endocytoses

L’endocytose est un processus cellulaire fondamental et conservé au cours de l’évolution, essentiel pour une large gamme d’organismes. Elle joue un rôle essentiel dans le maintien de l’homéostasie des constituants de la membrane plasmique en recyclant des composants lipidiques et protéiques spécifiques et en facilitant l’absorption des nutriments par la cellule ainsi que la communication avec son environnement extracellulaire et les cellules voisines en sélectionnant et en internalisant divers matériaux extracellulaires (fluides, biomolécules et microbes).

Pour faciliter l’absorption de divers matériaux extracellulaires, différents mécanismes d’endocytose distincts ont été caractérisés :

• l’endocytose médiée par la clathrine (CME, une voie dépendante de la clathrine et de la dynamine)
• l’endocytose médiée par les radeaux lipidiques (LRME, une voie indépendante de la clathrine mais dépendante de la dynamine)
• l’endocytose rapide médiée par l’endophiline (FEME, une voie indépendante de la clathrine mais dépendante de la dynamine pour l’internalisation rapide, induite par un ligand, de protéines membranaires spécifiques)
• la macropinocytose
• la phagocytose

L’endocytose clathrine-dépendante est la voie majeure d’endocytose dans les cellules eucaryotes, permettant l’internalisation sélective de récepteurs transmembranaires, de transporteurs et de ligands associés, tout en régulant la composition de la membrane plasmique et la signalisation cellulaire. Ce processus se déroule via la formation de puits recouverts de clathrine du côté cytoplasmique qui s’invaginent et se pincent pour former des vésicules recouvertes de clathrine. Ce mécanisme met en jeu une machinerie protéique complexe incluant la clathrine, le complexe adaptateur AP-2 et de nombreuses protéines accessoires endocytiques (EAP).

Les chaînes lourdes de la clathrine constituent l’armature principale : elles s’assemblent en triskélions, forment le réseau polyédrique autour des vésicules et donnent à la clathrine sa capacité à courber la membrane lors de l’endocytose. Les chaînes légères, quant à elles, jouent surtout un rôle régulateur : elles stabilisent l’assemblage, modulent sa dynamique et participent au décollement de la clathrine après la formation de la vésicule, notamment en facilitant l’action des protéines de décapage comme Hsc70.

Le complexe AP-2 joue un rôle central dans le contrôle de l’endocytose clathrine-dépendante car il assure à la fois le recrutement de la clathrine à la membrane plasmique et la sélection des molécules à internaliser. Son activation dépend de sa liaison aux phosphoinositides de la membrane, en particulier le PI(4,5)P2, qui favorise un changement de conformation de AP-2 vers un état ouvert et compétent pour interagir avec les motifs d’endocytose présents sur un domaine intracellulaire des protéines transmembranaires à internaliser (comme des récepteurs activés par exemple). Une fois recruté, AP-2 stabilise la concentration de ces protéines dans les puits tapissés de clathrine, ce qui permet une internalisation sélective et efficace.

La dynamine est une GTPase essentielle de l’endocytose, surtout connue pour intervenir à la toute fin de la formation des vésicules recouvertes de clathrine. Elle s’assemble en hélice autour du col de la vésicule en bourgeonnement puis l’hydrolyse du GTP fournit l’énergie nécessaire pour provoquer la fission et détacher la vésicule de la membrane plasmique. 

Lors de la migration cellulaire, l’endocytose et l’exocytose sont finement régulées pour permettre à la cellule de coordonner l’adhérence, la polarité et la réponse aux signaux du microenvironnement. À l’avant de la cellule migrante, l’exocytose apporte de nouveaux récepteurs et de la membrane, tandis qu’à l’arrière, l’endocytose internalise certaines intégrines et récepteurs afin de désassembler les contacts focaux devenus inutiles et de favoriser le recyclage vers le front de migration. Ce trafic membranaire ne sert donc pas seulement à “faire entrer” des molécules, mais aussi à ajuster localement la signalisation et la dynamique d’adhérence pour orienter le déplacement cellulaire

L’endocytose module la réception des signaux en contrôlant le nombre de récepteurs actifs à la surface cellulaire. Elle peut ainsi moduler la durée et l’ampleur de leur signalisation. Pour les récepteurs couplés aux protéines G l’activation par un ligand induit une phosphorylation par des GRK (G-protein-coupled receptor kinases), recrutant les β-arrestines qui inhibent le couplage à la protéine G tout en favorisant l’endocytose clathrine-dépendante via liaison à la clathrine et à AP-2, ce qui entraîne une désensibilisation temporaire. Chez les récepteurs tyrosine kinasescomme l’EGFR, l’endocytose prolonge souvent la signalisation en internalisant le complexe récepteur-ligand vers des endosomes précoces, où des voies comme MAPK ou PI3K restent actives, modulant ainsi l’amplitude et la cinétique du signal selon le tri post-endocytaire (recyclage ou dégradation lysosomale)

Cependant, une destruction des récepteurs tyrosine-kinase et de leurs ligands est quelque fois souhaitable. Par exemple, lors de la gastrulation du poisson-zèbre, le gradient FGF8 est trop étendu si le FGF8 liés à ses récepteurs liés n’est pas suffisamment dégradé. Les récepteurs liés à leur ligand sont d’abord endocytés dans des vésicules couvertes de clathrine. Une protéine appelée HSC70 est essentielle pour désassembler la clathrine de ces vésicules avant que celles-ci ne fusionnent avec les endosomes. Si il y a une mutation perte-de-fonction du gène codant HSC70 alors il n’y a plus suffisamment de clathrine disponible pour les endocytoses et le gradient de FGF8 s’étend causant des défauts de développement (Rengarajan et al., 2014).

En parallèle, l’auxine stimule également l’exocytose de vésicules qui contiennent des pompes à H⁺ enrichissant ainsi la membrane plasmique et permettant une acidification de la paroi encore plus importante. L’auxine diminue également l’endocytose des pompes à H⁺ en inhibant l’expression de la protéine de type SNARE SYP132 qui est impliquée dans ce processus (Xia et al., 2019).

Dans un autre système comme la cicatrisation de l’épiderme de l’embryon de drosophile, la transition épithélio-mésenchymateuse est réalisée en partie par endocytose de la E-cadhérine (Hunter et al., 2015).

Les matériaux cellulaires à dégrader par l’autophagie sont séquestrés dans des vésicules à double membrane appelées « autophagosomes » et transportés vers les lysosomes des cellules de mammifères ou les vacuoles chez les levures et les végétaux. Le matériel membranaire formant les autophagosomes proviennent de divers sources : membrane plasmique le plus souvent mais aussi endosomes de recyclage, appareil de Golgi, réticulum endoplasmique et même membrane externe mitochondriale (Ravikumar et al., 2010; Hailey et al., 2010). Ainsi, la production d’autophagosomes est liée à la dynamique des compartiments endomembranaires et notamment de l’endocytose dépendante de la clathrine.

La phagocytose

La phagocytose est définie comme l’ingestion cellulaire de particules de diamètre ≥ 0,5 μm. Chez les mammifères, la phagocytose est principalement assurée par des cellules immunitaires telles que les macrophages, les monocytes et les neutrophiles, qui éliminent les pathogènes de grande taille, notamment les bactéries, ou les débris importants comme les restes de cellules mortes ou les dépôts de graisse artérielle (Kinchen et al., 2008).

La phagocytose est un processus finement régulé qui implique des récepteurs de surface (dont des protéines d’adhérence cellulaire), la transduction de signaux intracellulaires, le remodelage de l’actine et le trafic membranaire. Par exemple, la liaison des récepteurs cellulaires aux bactéries déclenche une signalisation intracellulaire, entraînant le remodelage du cytosquelette d’actine et l’englobement des bactéries par les membranes cellulaires, formant ainsi la cupule phagocytaire. Ensuite, le bord d’attaque de la cupule se referme et une vésicule membranaire (phagosome) se forme. Les phagosomes contenant des bactéries subissent une acidification et évoluent d’un stade précoce Rab5+ à un stade tardif Rab7+. Enfin, les phagosomes fusionnent avec les lysosomes pour former des phagolysosomes qui dégradent les bactéries.